RECURSO FITOGENÉTICO DE
PAPA NATIVA CULTIVADA (SOLANUM SP)
QUE PRESERVAN LAS COMUNIDADES
DE HUANCAVELICA – PERÚ
PHYTOGENETIC RESOURCE OF CULTIVATED NATIVE
POTATO (SOLANUM SP.) THAT PRESERVES THE
COMMUNITIES OF HUANCAVELICA – PERÚ
Jorge Manuel Montalvo Otivo
Universidad Nacional de Huancavelica, Perú
Joseph Ricaldi Sarapura
Universidad Nacional de Huancavelica, Perú
Arcadio Sánchez Onofre
Universidad Nacional de Huancavelica, Perú
Virgilio Valderrama Pacho
Universidad Nacional de Huancavelica, Perú
pág. 7899
DOI: https://doi.org/10.37811/cl_rcm.v8i3.11985
Recurso Fitogenético de Papa Nativa Cultivada (Solanum Sp) que
Preservan las Comunidades de Huancavelica – Perú
Jorge Manuel Montalvo Otivo1
jorge.montalvo@unh.edu.pe
https://orcid.org/0000-0002-5028-9696
Universidad Nacional de Huancavelica, UNH
Perú
Joseph Ricaldi Sarapura
joseph_ric@hotmail.com
https://orcid.org/0000-0003-4652-5454
Universidad Nacional de Huancavelica, UNH
Perú
Arcadio Sánchez Onofre
arcadio.sanchez@unh.edu.pe
https://orcid.org/0000-0002-2437-5080
Universidad Nacional de Huancavelica, UNH
Perú
Virgilio Valderrama Pacho
virgilio.valderrama@unh.edu.pe
https://orcid.org/0000-0002-8948-0383
Universidad Nacional de Huancavelica, UNH
Perú
RESUMEN
El recurso fitogenético de papa nativa en el entorno agroecológico andino, es dependiente a la selección
natural y artificial; conserva genes de resistencia, calidad y adaptación para la seguridad alimentaria.
Se colectó y sembró 403 cultivares de papa nativa (Solana sp.) en los terrenos de las comunidades de
la Región Huancavelica - Perú. Se caracterizó morfológicamente con el descriptor propuesto por
Gómez; la caracterización molecular empleó 12 microsatélites “SSR”, del kit de identificación genética
de la papa, los fragmentos microsatélites fueron identificados con el equipo LI-COR - SagaGT. Por un
lado, los descriptores morfológicos, no identificó ningún duplicado a un coeficiente de distancia de 0,
todos correspondieron a distintos morfotípos; sin embargo, a un coeficiente de distancia de 0.5 se
observaron 370 grupos, lo que demostró alta variabilidad morfológica. Por otro lado, la caracterización
molecular permitió registrar 110 alelos y 198 haplotipos a un coeficiente de similitud de 1, que
representó 49.1% de duplicados. El AMOVA mostró que la fuente principal de variación 99.4%, estuvo
en la colección de cada agricultor. En conclusión, los recursos fitogenéticos de papa nativa en estas
comunidades de la Región Huancavelica - Perú, es alta; información que debe ser usada en programas
de mejoramiento genético como estratégica de seguridad alimentaria en el Perú.
Palabras claves: papa, solanum, diversidad, morfotípos, genotipos, microsatélites
1
Autor principal
Correspondencia: jorge.montalvo@unh.edu.pe
pág. 7900
Phytogenetic Resource of Cultivated Native Potato (Solanum Sp) that
Preserves the Communities of Huancavelica – Perú
ABSTRACT
The phytogenetic resource of native potatoes in the Andean agroecological environment is dependent
on natural and artificial selection; conserves genes of resistance, quality and adaptation for food
security. 403 native potato cultivars (Solanum sp.) were collected and planted on the land of the
communities of the Huancavelica Region - Peru. It was characterized morphologically with the
descriptor proposed by Gómez; The molecular characterization used 12 “SSR” microsatellites, from the
potato genetic identification kit, the microsatellite fragments were identified with the LI-COR - SagaGT
equipment. On the one hand, the morphological descriptors did not identify any duplicates at a distance
coefficient of 0, they all corresponded to different morphotypes; However, at a distance coefficient of
0.5, 370 groups were observed, which demonstrated high morphological variability. On the other hand,
molecular characterization allowed 110 alleles and 198 haplotypes to be registered at a similarity
coefficient of 1, which represented 49.1% of duplicates. The AMOVA showed that the main source of
variation, 99.4%, was in each farmer's collection. In conclusion, the plant genetic resources of native
potatoes in these communities of the Huancavelica Region - Peru, is high; information that should be
used in genetic improvement programs as a strategy for food security in Peru.
Keywords: potato, solanum, diversity, morphotypes, genotypes, microsatellites
Artículo recibido 23 mayo 2024
Aceptado para publicación: 26 junio 2024
pág. 7901
INTRODUCCIÓN
Los recursos fitogenéticos de papa nativa cultivada se someten a la selección natural en los entornos
agroecológicos andinos y la selección artificial influido por la diversidad cultural; el 70% de la
producción nacional es dependiente del régimen de lluvia temporal; las comunidades con altitudes de
los 2 800 hasta los 4 500 msnm; están bajo amenaza constante de estrés abióticos muy nocivos causados
por el cambio climático (Tapia, 2003). La Región Huancavelica en Perú es portadora de una riqueza
incalculable de papas nativas y constituye la base genética que sustentan la seguridad alimentaria de la
humanidad (CIP & FEDECH, 2006; De Haan, 2009; INEI, 2011). Si bien la papa nativa cultivada, es
considerada como uno de los alimentos más importantes a nivel nacional y mundial, para promover su
uso es necesario primero identificarlos y caracterizarlos, ya que lo que no se conoce no se puede utilizar
(Sevilla & Holle, 2004). Ciertas variedades mejoradas liberadas en los últimos 70 años tuvieron una
vida muy efímera. Se han lanzado más de 70 nuevas variedades, de las cuales 5 o 6 han sido exitosas;
de esta larga lista, hay muchas variedades que, pese haber tenido un inicio muy auspicioso, causando
expectativa e interés de los agricultores, tuvieron una vigencia breve por mostrar una adaptación
insatisfactoria a ciertas condiciones ecológicas, susceptibilidad marcada a una enfermedad, plaga,
sequía, helada, calidad, producción, etc. (Mendoza, 2011).
La única forma de obtener genes cuantitativos y cualitativos de producción, resistencia y calidad, es del
lugar donde existe mayor diversidad genética y el mejor ecosistema para la preservación de los recursos
genéticos es el sistema autóctono agrícola (Tapia, 2003).
En Perú, con tanta diversidad genética (Sevilla & Holle, 2004), no se tiene aún caracterizada la
diversidad por regiones y mucho menos por comunidades; cada comunidad presenta un número
diferente de especies. Existen variedades de papa nativa que todavía no están caracterizadas,
inventariadas; no pertenecen a alguna colección de bancos de germoplasma, mucho menos conocemos
el grado de parentesco “similaridad genética”, entre ellas (Sevilla & Holle, 2004; De Vicente y Fulton,
2004).
La presente investigación es parte de la evaluación de la biodiversidad de la Región Huancavelica; y
especificamente la evaluación de la agrobiodiversidad que preservan los agroecosistemas de estas zonas
pág. 7902
altoandinas y usarlos en programas de conservación, mejoramiento y seguridad alimentaria (Tapia,
2003).
El propósito fue estudiar el recurso fitogenético de papas nativas cultivadas (Solanum sp.) a nivel
morfológico y molecular, que preservan los agroecosistemas de cuatro comunidades de la Región
Huancavelica en Perú.
METODOLOGÍA
El trabajo de investigación se realizó en 4 comunidades de la Región Huancavelica, Perú: Castillapata,
Pachaclla, Pumaranra y Huachua (Tabla 1, figura 2), entre los meses de mayo y junio del 2014 –
2020.; siguiendo un enfoque cualitativo
Tipo de investigación
Explicativo, no experimental; no se intenta intervenir ni alterar el curso de un hecho, limitándonos a
observar el curso del hecho con las características a estudiar.
Población
Papa nativa cultivada en las comunidades campesinas de Pumaranra, Huachua, Castillapata y Pachaclla;
Región Huancavelica.
Muestra
El tamaño de la muestra se tomó con método probabilístico “N, desconocido”:
Ecuación 1. Número de colectas en una población.
n= muestras o colectas de una población
Z= 1.96 nivel deseado de confianza 95 por ciento, α=0.05
S= 0.512 desviación con respecto a la media (rendimiento)
ε = 0.05 error entre la media muestral y la media poblacional
Se colectaron 403 muestras, este tamaño fue calculado según la formula, para las cuatro comunidades
de la Región de Huancavelica. Se usó un sistema de muestreo aleatorio simple: donde se colectó el
mayor número de morfotipos de la comunidad.
pág. 7903
Variables
Las variables estudiadas fueron: colectas de papas, cultivares únicos, huella genética,
Diseño Experimental
El diseño experimental empleado es el observacional - longitudinal; ya que se tomó datos en todo el
proceso de crecimiento y desarrollo de las colectas sembradas.
Se sembró cinco tubérculos por colecta, separados con, tarwi (Haan et al., 2013).
Las técnicas de procesamiento de datos fueron:
Análisis de conglomerados con datos morfológicos
Es una técnica para formar grupos de unidades taxonómicas de ordenación “OTUs”, se asoció por su
grado de semejanza. En primer paso se realizó una matriz de similitud; con esta se van juntando núcleos,
formados por dos OTUS y grupos formados por varios OTUS. Hay varias formas de incorporar los
nuevos OTUS a los grupos que van formando; ellas se denominó de ligamiento simple, completo o
promedio, el más usado es de ligamiento promedio aritmético no ponderado (UPGMA); se usó el
programa NTSYS-pc (sistema de análisis multivariado de taxonomía numérica) versión 2.2, se graficó
el grado de semejanza en un “fenograma” entre varios UTOs (Sevilla y Holle, 2004); (Applied
Biostatistics Inc. 2008).
Análisis de conglomerados de datos moleculares.
La matriz binaria molecular (Anexo 8) se sintetizó con el software NTSYS-pc “Sistema de Análisis
Multivariado de Taxonomía Numérica” versión 2.2, este es un paquete informático de algoritmos para
producir análisis fenéticos a partir de datos genéticos (frecuencia de genes), datos cuantitativos y datos
cualitativos (presencia y ausencia), se calculó la afinidad entre unidades taxonómicas basadas en el
estado de sus caracteres (Spooner, 2003), (Applied Biostatistics Inc., 2008), (Gonzales, 2016). Para la
diagramación del dendograma se usó el software DARwin 5 (Perrier y Jacquemoud-Collet, 2006). La
metodología de investigación, se llevó a cabo en tres fases: campo, laboratorio y gabinete.
Fase de campo
Se coordinó con las autoridades de cada comunidad para la colecta, almacenaje y siembra;
suscribiéndose el acta, juntándose 5 - 8 tubérculos por cultivar e identificándose con su nombre común.
Se sembró en layme (descanso de la tierra 5 a 8 años). El sistema de siembra fue en chiwa (siembra con
pág. 7904
la chaquitaklla en hueco), chacmeo (siembra con la chaquitaklla en terrones) y barbecho, entre octubre-
noviembre, y la separación entre colectas fue con tarwi. Se caracterizaron las plantas con el descriptor
propuesto por el Centro Internacional de la Papa (Gómez, 2000).
Fase de laboratorio
Para la extracción de ADN se pesó 220 mg de muestra foliar en tubos ependor de 2 ml y se mezcló con
el tampón CTAB al 2%, mercaptoetanol y una esfera cerámica; procediendo con la homogeneización
“Fastprep”. La extracción del ADN genómico se realizó con el método de pequeña escala (CIP, 2004).
Terminado el proceso, el ADN fue secado a temperatura ambiente por 2 horas y se resuspendió en 150
µl de tampón T10E1. La digestión con ARNasa se realizó una vez que el ADN estuvo completamente
resuspendido en T10E1; se agregó 3 µl de ARNasa a cada muestra y se incubó a 37 ºC durante 1 hora
y media. El ADN extraído se cargó en gel de agarosa al 1% y se realizó la electroforesis a 90 voltios
por 1 hora. Los geles se prepararon con agarosa (al 1%, grado molecular) y tampón TBE 1x. Se
utilizaron moldes medianos con capacidad para 2 peines de 20 pozos. Previo a cargar las muestras al
gel, se mezcló 1.5 µl de ADN con 10 µl del tinte (sab 1X: Gel red, 1:5), la calidad del ADN se valoró
por observación de las bandas (forma y grosor). La forma nos indicó cuán íntegro estaba el ADN;
bandas difusas o presencia de un barrido indicó que el ADN estaba degradado. El grosor indicó cuánto
de ADN había sido extraído, comparándose con controles de peso conocido 100, 200, 400 pb. En
aquellos casos donde se observaron rastros difusos de ARN (smear), las muestras se volvieron a digerir
con ARNasa. El ADN extraído se cuantificó con el equipo Epoch cargándose 2 µl del blanco (tampón
T10E1) y 2 µl de muestra (con repetición); la absorbancia del espectrofotómetro estuvo a 230, 260 y
280 nm, dándonos la concentración de la muestra en ng/µl; el software Gen5 registra los resultados del
Epoch en un archivo Excel. Se calculó el promedio de las 2 repeticiones y se dividió entre 3 (factor de
corrección) para determinar la concentración de las muestras. Las muestras se diluyeron con agua libre
de nucleasas hasta alcanzar una concentración de 5 ng/µl, volumen de 180 µl en placas de PCR de 96
pocillos (CIP. 2004). Se utilizaron 12 de los 24 marcadores micro satélites que conforman el set de
Identificación Genética de (CIP, 2004; Ghislain et al., 2004, 2009; Ashkenazi et al., 2001). Se siguieron
los programas de amplificación estandarizados de acuerdo a la temperatura óptima de unión de cada
iniciador a la región flanqueante del microsatélite (Ghislain et al. 2003, 2004, 2006, 2009, Spooner et
pág. 7905
al. 2007, De Haan et al. 2013). Se repartió 5 µl de “Master Mix” en una placa para PCR de 96 pocillos
y se adicionó 5 µl de ADN (concentración de 5 ng/µl). Los procesos se realizaron sobre hielo para evitar
degradación del ADN y los reactivos sensibles al calor. Las muestras de ADN de las papas nativas se
amplificaron en un volumen final de 10 µl (CIP, 2004). Terminada la amplificación, se agregó 5 µl del
tampón de carga Blue Stop Solución a cada pocillo de la placa y se cubrió con papel aluminio para que
la luz no degrade los fluoróforos, los cuales marcaron los fragmentos amplificados. La detección se
realizó a través del análisis de fragmentos en el equipo LI-COR, el cual utilizó geles de poliacrilamida
al 6% (urea 8M). El software de análisis SAGA GT registró los alelos SSR; tomó en cuenta aquellas
bandas que mostraron una morfología definida (Ghislain et al., 2004, 2009). Se registraron los datos de
los diferentes alelos en una matriz binaria: a los presentes se les asignó el valor de 1 y a los ausentes el
valor de 0. Cuando las muestras no presentaron amplificación en SSR dado, estas se consideraron como
datos perdidos y se asignó el valor 9 para todos los alelos encontrados para ese SSR en las demás
muestras (Ghislain et al., 2004, 2009). Al final el programa reportó tamaños de alelos de un
microsatélite encontrados por muestra. Este reporte se transfirió a un archivo Excel para generar la
matriz de unos y ceros. A partir de los resultados moleculares, se construyó la matriz básica de datos
moleculares “MBDmo” “doble estado”; se analizó su similitud y construyó el dendrograma, se calculó
la matriz cofenética y su correlación en cada comunidad (test Mantel).
Fase de gabinete
El trabajo de gabinete fue realizado en las instalaciones de la Universidad Nacional de Huancavelica,
Oficinas del CIP-Lima y ambientes de la UNALM (Universidad Nacional Agraria La Molina) durante
los meses de julio del 2014 a marzo 2020.
Análisis de conglomerados con datos morfológicos (Sevilla & Holle, 2004; Rohlf, 1998); análisis de
componentes principales (ACP) (Gonzales, 2016). Análisis de conglomerados de datos moleculares
(Rohlf, 1998). Para la diagramación del dendrograma se usó el software DARwin 5 (Perrier &
Jacquemoud, 2006). Medida de la diversidad genética intrapoblacional (De vicente & Fulton, 2004).
Análisis de varianza molecular “AMOVA” (Excoffier & Lischer, 2015)
pág. 7906
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
Colección de Papas Nativas
Se colectó y caracterizó morfo - molecularmente 403 cultivares de papa nativa en cuatro comunidades
(figura 1; Tabla 1).
Evaluación Morfológica de papas nativas cultivadas
No existió distorsión de datos morfológicos en las comunidades. La correlación, según el análisis
cofenética y de similaridad va de 0.74 a 0.99. Los morfotipos se evaluaron a 0.5 DIST (Tabla 2).
El inventario de la diversidad genética relativa, en forma conjunta es de 370 morfotipos, distribuidos
de la siguiente manera: 53 en Pumaranra, 171 en Huachua, 119 en Castillapata y 42 en Pachacclla.
Esto confirmó que existe alto grado del recurso fitogenético de papa nativa a nivel morfológico, que es
mantenida por los custodios en las 04 comunidades (Tabla 2) (De Haan et al., 2013).
Aunque resulta prácticamente imposible inspeccionar todas las variables genéticas presentes en una
población, se puede examinar una población a través de la variación del fenotipo individual (De vicente
y Fulton, 2004). Sin embargo, debido a que estas características morfológicas son afectadas por el
ambiente, se corroboró los resultados con marcadores moleculares SSR (Soto, 2006).
Evaluación Genética de papas nativas cultivadas
La correlación en cada comunidad es alta, según la matriz cofenética y de similaridad, que va de 80.0%
a 90.0% (Tabla 3). No existe distorsión de los datos moleculares en las cuatro comunidades.
Los marcadores moleculares presentaron mayor discriminación de clasificación de las papas nativas
cultivadas y permitió establecer los haplotipos, huella genética (fingerprint) o perfil genético distintivo
de cada cultivar. Se obtuvieron 198 haplotipos, de los cuales Huachua tiene 100, Castillapata 88,
Pumaranra 41 y Pachacclla 37 (Tabla 3, Figura 2).
El análisis con los marcadores SSR proporcionó medios más rígidos de clasificación, reconoció mayor
número de genotipos, en comparación al análisis basado en el descriptor morfológico; esto permite
reafirmar que las comunidades de Huancavelica mantienen niveles altos de diversidad genética (Tabla
4) (De Haan, 2009; De Haan et al., 2013).
De Haan (2009) empleó 18 SSR polimórficos para estudiar 989 accesiones en la zona norte, centro y
sur de la Región Huancavelica, encontrando 406 cultivares únicos; nuestro estudio halló 198 genotipos
pág. 7907
en la zona centro de la Región Huancavelica (Figura 2), la diferencia puede explicarse por el tamaño de
la muestra y el distanciamiento entre estas comunidades estudiadas (De Haan, 2009; De Haan et al.,
2013).
Riqueza Alélica
Se identificaron 110 alelos en los 12 cromosomas de la papa nativa (Tabla 4). La comunidad de
Castillapata presentó mayor riqueza alélica (105), seguida de Huachua (100), Pumaranra (79),
Pachaclla (85 alelos).
Estudios donde se emplearon SSR similares reportaron 181 alelos encontrados (De Haan, 2009). De
Haan et al. (2013) utilizaron 18 SSR en 989 colectas de papa; 188 alelos diferentes reportaron Bernardo
(2015) con 23 SSR en 688 muestras de papa qurao; Soto (2006) reportó 111 alelos diferentes con 19
SSR en 12 muestras de Huancavelica. Este diferencial podría deberse al tamaño de la muestra y la
distancia entre comunidades. El número de alelos por loci hallados en los SSR STM5127, STM1104,
STM0037, STM5114 concuerdan con lo reportado por Roca (2015) quien estudió en condiciones de
Junín.
De acuerdo a los alelos, detectados por los microsatélites en los cromosomas “I” y “X”, estos fueron
más polimórficos, en comparación a los cromosomas “II” y “IX”; en general, los 12 microsatélites
empleados presentaron alto polimorfismo.
Diversidad Genética de Nei o Heterocigosidad promedio esperada
La diversidad genética entre comunidades fue de 0.72 a 0.77 con una amplitud de 0.05, expresando
pequeñas diferencias entre estas, confirmando la alta diversidad genética que se encuentra en cada
comunidad (Tabla 5).
Se comparó la diversidad genética específica entre microsatélites y se encontró que esta diversidad va
de 0.62 a 0.88 con una amplitud de 0.26, confirmando el alto polimorfismo alélico que se encuentra en
cada cromosoma de la papa nativa cultivada.
Análisis de varianza molecular (AMOVA)
El Análisis de la Varianza Molecular “AMOVA” (Tabla 6) permitió analizar la variación genética entre
y dentro de los grupos de papas nativas del distrito de Paucará y las papas nativas del distrito de Yauli.
pág. 7908
La mayor variación genética en la Región Huancavelica ocurrió dentro de las comunidades (99.36%);
entre distritos y entre comunidades fue mínima (0.35% y 0.29%, respectivamente).
Según los valores de FST: 0.00643, esta variación genética fue muy pequeña.
La variabilidad genética de papa nativa cultivada está en los agricultores custodios, mas no entre
comunidades ni distritos. Los resultados obtenidos respaldan los hallazgos de De Haan (2006, 2009) y
De Haan et al. (2013), considerando que, en el departamento de Huancavelica, existe mayor variación
dentro de las sub poblaciones (98.94%), mientras que la variación entre las poblaciones y entre
subpoblaciones fue de 0.19% y 0.87%, respectivamente (Excoffier & Lischer, 2015; De vicente &
Fulton, 2004).
Tablas, Figuras
Tabla 1. Ubicación georeferenciada de parcelas de papa nativa- departamento de Huancavelica.
Comunidades de la Región Huancavelica
Prov.
Dist.
Altitud
Latitud
Longitud
Huancavelica
Yauli
4 136
12°44.209 S
74°47931 O
3 891
12°44.333 S
74°49.278 O
4 341
12°51.825 S
74°50.287' O
Acobamba
Paucará
3 938
12°40.872 S
74°42.219 O
4 027
12°40.490 S
74°42.742 O
4 003
12°40.459 S
74°42.558 O
3 944
12°42.915 S
74°43.419 O
4 066
12°42.519 S
74°43.525 O
4 200
12°42.109 S
74.44.086 O
4 164
12°42.623 S
74°44.337 O
pág. 7909
Figura 1. Mapa georeferencial de las comunidades estudiadas de la Región Huancavelica / Perú.
Fuente: elaboración propia.
Tabla 2. Correlación, t-test Mantel y diversidad morfológico.
Tabla 3. Análisis del Correlación, t-test Mantel y diversidad molecular.
Comunidad
Matrix
correlación
r =
Mantel t-test:
t =
Colectas
Genotipos
únicos
Genotipos al
0.98 SM
Genotipos
duplicados al
1.0 SM
Genotipos
totales
(Fingerprints)
Pumaranra
0.9*
12.3**
54
22
9
10
41
Huachua
0.8*
29.7**
174
52
18
30
100
Castillapata
0.9*
26.7**
124
42
27
19
88
Pachaclla
0.9*
9.5**
43
27
4
6
37
Total
0.8*
34.1
395
100
40
58
198
Comunidad
Correlación
r =
Mantel t-
test: t =
Colectas
estudiadas
Morfotipos
únicos
Morfotipos
a 0.5 DIST
Morfotipos
totales
Pumaranra
0.79
13.79
54
52
1
53
Huachua
0.94
15.36
174
168
3
171
Castillapata
0.74
20.22
124
114
5
119
Pachaclla
0.99
6.81
43
41
1
42
Global
0.74
48.56
395
347
23
370
pág. 7910
Figura 2. Dendrograma molecular de 198 haplotipos.
Tabla 4. Riqueza alélica en las comunidades de la Región Huancavelica.
Comunidad
Cromosoma y Microsatélite SSR
Riqueza alelica
%
I
II
III
IV
V
VI
VII
VIII
IX
X
XI
XII
STM5127
STM5114
STG0010
STI0012
STI0032
STI0004
STI0033
STM1104
STM1052
STM1106
STM0037
STI0030
Pumaranra
9
3
5
8
4
6
8
8
5
8
8
7
79
71.8
Huachua
11
6
8
10
8
9
8
9
5
10
6
10
100
90.9
Castillapata
12
6
7
11
8
10
8
9
6
12
7
9
105
95.5
Pachaclla
11
5
6
8
6
6
8
8
5
9
6
7
85
77.3
Riqueza alélica / SSR
12
6
8
11
8
10
8
9
6
13
9
10
110
100
pág. 7911
Tabla 5. Diversidad genética en 4 comunidades.
Índice de Nei/SSR
Ubicación
Pumaranra
Huachua
Castillapata
Pachaclla
control
(TXA)
Índice de Nei
promedio
STM5127
I
0.78
0.82
0.84
0.85
0.67
0.83
STM5114
II
0.63
0.68
0.69
0.69
0.50
0.68
STG0010
III
0.54
0.61
0.65
0.64
0.50
0.62
STI0012
IV
0.73
0.77
0.77
0.75
0.67
0.76
STI0032
V
0.67
0.68
0.71
0.69
0.50
0.69
STI0004
VI
0.58
0.70
0.72
0.62
0.67
0.69
STI0033
VII
0.88
0.88
0.88
0.88
0.88
0.88
STM1104
VIII
0.81
0.83
0.82
0.82
0.50
0.82
STM1052
IX
0.71
0.74
0.76
0.76
0.00
0.75
STM1106
X
0.83
0.83
0.84
0.84
0.76
0.84
STM0037
XI
0.70
0.71
0.71
0.71
0.50
0.71
STI0030
XII
0.80
0.78
0.81
0.80
0.67
0.80
Nei/Comunidad
0.72
0.75
0.77
0.75
0.57
0.76
Desviación
0.10
0.08
0.07
0.08
0.22
0.08
Tabla 6. Análisis de varianza molecular de provincias y zonas.
F.V.
GL
SC
Componentes de
varianza
% de
variación
Entre distritos
1
22.97
0.0402 Va
0.35
Entre comunidades dentro de la población
2
27.303
0.03269 Vb
0.29
Dentro de las comunidades
391
4 403.043
11.26098 Vc
99.36
Total
394
4 453.316
11.33387
Índices fijación
FSC: 0.00289
FST: 0.00643
FCT: 0.00355
Vc y FST: P-valor = 0.00293 ± 0.00164
Vb y FSC: P-valor = 0.15347 ± 0.01391
Va y FCT: P-valor = 0.34018 ± 0.01410
pág. 7912
CONCLUSIONES
Los recursos fitogenéticos de papa nativa en estas comunidades de la Región Huancavelica - Perú, es
alta; información que debe ser usada en programas de mejoramiento genético como estratégica de
seguridad alimentaria en el Perú.
Molecularmente se encontraron 198 genotipos “fingerprints” a un coeficiente de similitud de “1”, que
representa 49.1% de duplicados, confirmándonos que la Región Huancavelica es uno de los centros de
mayor conservación de la diversidad genética de papa nativa.
Morfológicamente en el transecto centro, de la Región de Huancavelica, se encontraron 370 morfotipos
a un coeficiente de distancia de 0.5 DIST, confirmándonos que los custodios no sobrestiman la
diversidad de papa nativa cultivada y la Región Huancavelica es uno de los centros de mayor
conservación de esta diversidad.
Los 12 marcadores microsatélites originaron una clasificación más rígida y permitieron identificar 110
alelos. El AMOVA muestra que la fuente principal de variación estuvo en la colección de cada
agricultor con 99.4%. El diferencial genético se presentó en los alelos raros, escasos y en menor medida
en los moderados.
REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS
Ashkenazi V., Chani E., Lavi U., Levy D., Hillel J. & Veilleux R. 2001. Development of microsatellite
markers in potato and their use in phylogenetic and fingerprinting analyses. Genome, 44(1): 50-
62. DOI: https://doi.org/10.1139/g00-096.
Albán Pinzón , J. V. (2024). Actualizaciones en El Manejo de la Hiperuricemia en el Primer Nivel De
Atención. Revista Científica De Salud Y Desarrollo Humano, 5(2), 130–153.
https://doi.org/10.61368/r.s.d.h.v5i2.125
Bernardo L. 2015. Distribución espacial y genética de poblaciones de papas “kurau”
(Solanum tuberosum subsp. andigena) en tres provincias de la Región Huánuco. s.l.,
Universidad Nacional Hermilio Valdizán Huánuco.
CIP (Centro Internacional de la Papa) & FEDECH (Federación Departamental de Comunidades
Campesinas de Huancavelica). 2006. Catálogo de variedades de papa nativa de Huancavelica -
Perú. CIP. Lima / Perú. https://hdl.handle.net/10568/101328.
pág. 7913
CIP (Centro Internacional de Papa). 2004. Protocolos de laboratorio de biotecnología aplicada.
Tipificación genética. Manual de capacitación.
De Haan S. 2009. Potato Diversity at Height: multiple dimensions of farmer-driven in-situ conservation
in the Andes. PhD thesis Wageningen University. The Netherlands. https://edepot.wur.nl/2715.
De Haan S., Nuñez J., Bonierbale M ., M. & Van der Maesen J. 2013. A Simple Sequence Repeat (SSR)
Marker Comparison of a Large In- and Ex-situ Potato Landrace Cultivar Collection from Peru
Reaffirms the Complementary Nature of both Conservation Strategies. Diversity, 5(3): 505-
521. https://doi.org/10.3390/d5030505.
De Vicente M.C. & Fulton T. 2004 Tecnologías de marcadores moleculares para estudios de diversidad
genética de plantas: Módulos de aprendizaje. En: De Vicente M.C. & Fulton T. (eds.) Módulos
de Aprendizaje sobre Marcadores Moleculares, 1-2 Ed. Vol 1 -2. Instituto Internacional de
Recursos Filogenéticos (IPGRI), Roma- Italia.
Da Silva Santos , F., & López Vargas , R. (2020). Efecto del Estrés en la Función Inmune en Pacientes
con Enfermedades Autoinmunes: una Revisión de Estudios Latinoamericanos. Revista
Científica De Salud Y Desarrollo Humano, 1(1), 46–59.
https://doi.org/10.61368/r.s.d.h.v1i1.9
Excoffier L. & Lischer H.E.L. 2010. Arlequin suite ver 3.5: A new series of programs to perform
population genetics analyses under Linux and Windows. Molecular Ecology Resources, 10(3):
564-567. https://doi.org/10.1111/j.1755-0998.2010.02847.x.
Ghislain M, Andrade D., Rodríguez F., Hijmans R.J. & Spooner D.M. 2006. Genetic analysis o.f the
cultivated potato Solanum tuberosum L. Phureja Group using RAPDs and nuclear SSRs.
Theoretical and Applied Genetics, 113: 1515-1527. https://doi.org/10.1007/s00122-006-0399-
7.
Ghislain M., Nuñez J., Herrera M., Pignataro J., Guzman F., Bonierbale M. & Spooner D. 2009. Robust
and highly informative microsatellite-based genetic identity kit for potato. Molecular Breeding,
23: 377-388. https://doi.org/10.1007/s11032-008-9240-0.
Ghislain M., Spooner D., Rodríguez F., Villamon F., Nuñez J., Vasquez C., Waugh R. & Bonierbale
M. 2004. Selection of highly informative and user-friendly microsatellites (SSRs) for
pág. 7914
genotyping of cultivated potato. Theoretical and Applied Genetics, 108: 881-890.
https://doi.org/10.1007/s00122-003-1494-7.
Gómez R. 2000. Guía para las Caracterizaciones Morfológicas Básicas en Colecciones de Papas
Nativas. CIPotato. Lima - Perú.
Gonzales F. 2016. Análisis multivariado. UACH. México.
INEI (Instituto Nacional de Estadistica e informatica). 2011. Evolución de la pobreza [en
el Perú] al 2010. INEI. Perú.
https://www.inei.gob.pe/media/MenuRecursivo/publicaciones_digitales/Est/lib0990/libro.pdf.
Mendoza H.A. 2011. Selección de variedades de papa. Primera edición. Alcántar H. (ed.). Lima – Perú.
Martínez, O., Aranda , R., Barreto , E., Fanego , J., Fernández , A., López , J., Medina , J., Meza , M.,
Muñoz , D., & Urbieta , J. (2024). Los tipos de discriminación laboral en las ciudades de Capiatá
y San Lorenzo. Arandu UTIC, 11(1), 77–95. Recuperado a partir de
https://www.uticvirtual.edu.py/revista.ojs/index.php/revistas/article/view/179
Quisaguano Caiza, Y. E., & Aguilar Barriga , P. R. (2024). Diseño de un Proyecto de Innovación
Educativa en Biología Celular: Recursos Educativos Abiertos y Aprendizaje Basado en
Juegos. Estudios Y Perspectivas Revista Científica Y Académica , 4(1), 2669–2684.
https://doi.org/10.61384/r.c.a.v4i1.219
Quisaguano Caiza, Y. E., & Aguilar Barriga , P. R. (2024). Diseño de un Proyecto de Innovación
Educativa en Biología Celular: Recursos Educativos Abiertos y Aprendizaje Basado en
Juegos. Estudios Y Perspectivas Revista Científica Y Académica , 4(1), 2669–2684.
https://doi.org/10.61384/r.c.a.v4i1.220
Perrier X. & Jacquemoud-Collet J.P. 2006. DARwin 5. http://darwin.cirad.fr/darwin.
Roca L.A. 2015. Análisis de la diversidad genética de papas nativas de la zona suroeste del
Departamento de Junín mediante el uso de marcadores moleculares microsatélites. Tesis para
optar el Título de Biólogo. Universidad Nacional Agraria La Molina.
http://repositorio.lamolina.edu.pe/handle/UNALM/1885.
Rohlf F.J. 1998. NTSYSpc Numerical Taxonomy and Multivariate Analysis System. User Guide.
Version 2.0. Applied Biostatistics Inc. Setauket / New York.
pág. 7915
Sevilla R., & Holle M. 2004. Recursos genéticos vegetales. Editorial Luis León Asociados, SRL.
Soto J. 2006. Análisis de la diversidad genética de papa nativa (Solanum spp.) de los departamentos de
Ayacucho, Cajamarca, Cuzco, Huancavelica y Puno - Perú, mediante el uso de marcadores
moleculares microsatélites. Tesis para optarl el Título profesional de Biólogo con Mención n
Biología Celular y Genética. Universidad Nacional Mayor de San Marcos.
Spooner D., Núñez J., Trujillo G., Herrera MR., Guzmán F. & Ghislain M. 2007. Extensive simple
sequence repeat genotyping of potato landraces supports a major reevaluation of their gene pool
structure and classification. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United
States of America, 104(49): 19398-19403. https://doi.org/10.1073/pnas.0709796104.
Tapia M. 2003. ¿Es necesaria la conservación in situ de la agrobiodiversidad? Científicos Peruanos
(CICP). Lima / Perú.
v, H., & Quispe Coca, R. A. (2024). Tecno Bio Gas. Horizonte Académico, 4(4), 17–23. Recuperado a
partir de https://horizonteacademico.org/index.php/horizonte/article/view/14