PREVALENCIA DE MICROORGANISMOS
INDICADORES EN EL FRUTO DEL INGA
JINICUIL PROVENIENTE DE TEPANGO,
GRO. MÉXICO
PREVALENCE OF INDICATOR MICROORGANISMS IN THE
FRUIT OF INGA JINICUIL FROM TEPANGO, GRO.,
MEXICO
Sandra Tahití González Trujillo
Tecnológico Nacional de México Campus Acapulco - México
Diego Frankzua Castañon de Jesús
Tecnológico Nacional de México Campus Acapulco - México
Gerardo Galindo Ramos
Tecnológico Nacional de México Campus Acapulco - México
Beatriz Gabriel Salmerón
Tecnológico Nacional de México Campus Acapulco - México
Nyx Anaid Vargas Sotomayor
Tecnológico Nacional de México Campus Acapulco - México
pág. 8408
DOI: https://doi.org/10.37811/cl_rcm.v8i3.12013
Prevalencia de microorganismos indicadores en el fruto del Inga jinicuil
proveniente de Tepango, Gro. México
Sandra Tahití González Trujillo1
sandra_trujillo29@hotmail.com
https://orcid.org/0009-0007-0318-1512
Tecnológico Nacional de México Campus
Acapulco
Acapulco-México
Diego Frankzua Castañon de Jesús
frankzuadiego@gmail.com
https://orcid.org/0009-0009-3958-5388
Tecnológico Nacional de México Campus
Acapulco
Acapulco-México
Gerardo Galindo Ramos
gerardo.gr@acapulco.tecnm.mx
https://orcid.org/0000-0002-3268-2857
Tecnológico Nacional de México Campus
Acapulco
Acapulco-México
Beatriz Gabriel Salmerón
beatriz.gs@acapulco.tecnm.mx
https://orcid.org/0000-0001-6785-1342
Tecnológico Nacional de México Campus
Acapulco
Acapulco-México
Nyx Anaid Vargas Sotomayor
nyx.vs@acapulco.tecnm.mx
https://orcid.org/0000-0003-2295-6567
Tecnológico Nacional de México Campus
Acapulco
Acapulco-México
RESUMEN
El Jinicuil es el fruto del árbol Inga Jinicuil Schtdl, se encuentra en algunas regiones del estado de
Guerrero principalmente en aquellas con climas húmedos; sin embargo, no es muy conocido ni
aprovechado por la región. Por esta razón, la presente investigación buscó analizar y determinar la
presencia de microorganismos que conforman la microbiota nativa del fruto, con el fin de proporcionar
información sobre los organismos indicadores de calidad que estén presentes en la composición total de
este. Para ello, se emplearon métodos de análisis microbiológicos basados en las Normas Oficiales
Mexicanas, como la siembra en placa a profundidad, uso de técnicas estadísticas como el método del
número más probable y la observación de características morfológicas. Estos métodos permitieron
obtener colonias y confirmar la presencia (o ausencia) de bacterias, mohos y levaduras, así como la
prevalencia de estos microorganismos en las diferentes partes del fruto y la identificación de algunos
géneros fúngicos presentes en este. El resultado obtenido indicó la alta prevalencia de microorganismos
indicadores en la cáscara del fruto, esto debido a le exposición que sufre en su desarrollo de maduración,
mientras que en la pulpa y semilla la presencia fue considerablemente menor, lo cual mostró que el
consumo de este fruto no presenta ningún riesgo a la salud siempre y cuando no se contamine de alguna
manera por contacto con el exterior, debido a que estas partes son las comestibles del jinicuil. Se logró
identificar los géneros fúngicos Fusarium y Penicillium al observar características macro y
microscópicas que comparten los resultados obtenidos con la bibliografía consultada sobre los géneros
más comunes encontrados en la intemperie, debido a que la presencia y prevalencia en el interior del
fruto es menor que en la cáscara, no representa inconveniente alguno si es que no hay un desarrollo
visible en esta parte, lo cual evidenciaría la producción de micotoxinas en niveles suficientes para
considerarse no apto para consumo.
Palabras Clave: inga jinicuil, prevalencia, mesófilos, coliforme, mohos
1
Autor Principal
Correspondencia: sandra_trujillo29@hotmail.com
pág. 8409
Prevalence of indicator microorganisms in the fruit of Inga jinicuil from
Tepango, Gro. Mexico
ABSTRACT
Jinicuil is the fruit of the Inga Jinicuil Schtdl tree, found in some regions of the state of Guerrero, mainly
in those with humid climates; however, it is not well known or used in the region. For this reason, the
present research sought to analyze and determine the presence of microorganisms that make up the
native microbiota of the fruit, in order to provide information on the quality indicator organisms that are
present in the total composition of this. To do this, microbiological analysis methods based on Mexican
Official Standards were used, such as deep plate sowing, use of statistical techniques such as the most
probable number method and observation of morphological characteristics. These methods allowed
obtaining colonies and confirming the presence (or absence) of bacteria, molds and yeasts, as well as
the prevalence of these microorganisms in the different parts of the fruit and the identification of some
fungal genera present in it. The result obtained indicated the high prevalence of indicator
microorganisms in the peel of the fruit, this due to the exposure it suffers in its maturation development,
while in the pulp and seed the presence was considerably lower, which showed that the consumption of
this fruit does not present any risk to health as long as it is not contaminated in any way by contact with
the outside, because these parts are the edible ones of the jinicuil. The fungal genera Fusarium and
Penicillium were identified by observing macro and microscopic characteristics that share the results
obtained with the consulted bibliography on the most common genera found in the open air, because the
presence and prevalence inside the fruit is lower than in the peel, it does not represent any inconvenience
if there is no visible development in this part, which would show the production of mycotoxins at levels
sufficient to be considered unfit for consumption.
Keywords: inga jinicuil, prevalence, mesophiles, coliforms, molds
Artículo recibido 20 mayo 2024
Aceptado para publicación: 24 junio 2024
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INTRODUCCIÓN
Los productos que se suelen consumir crudos como frutas, hortalizas y algunas legumbres
frecuentemente se asocian con algún grado de contaminación por parte del ambiente, en lo que influye
la exposición a la intemperie, el agua de riego no tratada, la manipulación del personal agrícola y los
animales presentes en el área de cultivo.
El consumo de alimentos frescos es considerado un factor de riesgo a la salud pública debido al número
de enfermedades ocasionadas por estos, al ser ingeridos cuando no presentan un estado adecuado de
consumo. En muchos casos, estos padecimientos son obra de microorganismos que proliferan en los
comestibles, que a su vez pueden alteran su estado llevándolos a una degradación apreciable.
Los malestares provocados por ingerir alimentos contaminados, los cuales en ocasiones no suelen
presentar algún tipo de alteración visible, se dan con frecuencia cuando no se tiene el hábito de
higienizarlos previo a su conservación o consumo inmediato, provocando que los microorganismos se
encuentren presentes en ese ambiente se desarrollen.
La obtención de este tipo de productos por parte de muchas personas se da en mercados locales, en
donde se ofertan diferentes tipos de frutas frescas, que pueden ser las ya conocidas como manzanas,
peras, naranjas, entre otras, pero también suelen encontrarse frutos no tan conocidos como es el caso del
jinicuil.
Al existir una alta demanda de frutos conocidos hay una serie de procesos que se llevan a cabo para su
cultivo, cosecha y comercialización. En el caso del jinicuil al no ser de este tipo de productos deseados
no cuenta con grandes áreas de cultivo, sino que crece en lugares variados o se utiliza como árbol de
sombra en otras industrias, por tal motivo, se desconoce en gran medida los microorganismos presentes
en este fruto que pueden llegar a ser un problema de alteración.
El presente proyecto de investigación tiene por nombre “Prevalencia de microorganismos indicadores
en el fruto del Inga jinicuil proveniente de Tepango, Gro., México”; dada la importancia que ha tomado
el consumo de alimentos frescos, así como el cambio de alimentación y estilo de vida más saludable, es
relevante realizar un estudio en el que se identifiquen los principales microorganismos que afecten
significativamente al fruto del inga jinicuil y pueden tener algún tipo de impacto sobre los consumidores
de este producto.
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Esta investigación está enfocada en analizar aquellos microorganismos específicos que afectan la
calidad sanitaria, que puede conllevar a un problema hacia la salud pública o el deterioro del mismo
producto, para esto se hace uso de la normativa mexicana vigente que da las bases de análisis, así como
el lineamiento sobre la cantidad máxima de microorganismos aceptados en un alimento para su consumo
seguro.
Sirve como referencia para las personas que se dedican a exportar y comercializar este fruto a distintas
regiones a lo largo del estado de Guerrero. Además, es un antecedente para los mismos consumidores
sobre la aplicación de buenas prácticas de higiene.
La hipótesis de trabajo se establece como “la prevalencia de microorganismos indicadores en el jinicuil
es un factor de riesgo para su consumo” mientras que la hipótesis nula se especifica como “la prevalencia
de microorganismos indicadores en el jinicuil no es un factor de riesgo para su consumo”.
El objetivo general de esta investigación es determinar la prevalencia de microorganismos alterantes en
el fruto del inga jinicuil. Entre los objetivos específicos se pretende analizar microbiológicamente el
Inga Jinicuil para la cuenta de mesófilos aerobios, coliformes totales, coliformes fecales, mohos y
levaduras, determinar el cumplimiento de los límites máximos permisibles de los microorganismos
analizados e identificar los géneros de los mohos encontrados en las muestras del fruto.
El Inga jinicuil es un árbol originario de regiones de América con clima tropical, que se adapta bien a
condiciones de clima subtropical. Se encuentra desde México hasta el pacífico en Ecuador y Perú, así
como Brasil (Vargas & Peire, 2017).
En México, se encuentra en los estados de Chiapas, Guerrero, Michoacán, Jalisco, Morelos, Tlaxcala,
Hidalgo, Estado de México, Oaxaca, Puebla, Veracruz y Tabasco. Crece en altitudes no superiores a
1,500 metros sobre el nivel del mar y en regiones con temperaturas promedio a los 18°C (Vargas &
Peire, 2017).
Los árboles de esta especie suelen crecer en suelos ácidos o desprovistos de vegetación, así como
también en suelos limosos como en los estados de Veracruz, Chiapas y tabasco (Vargas & Peire, 2017).
La planta pertenece a la clase equiseptosidia, del orden de las favelas, familia fabaceae (Leguminosae),
del género Inga y especie jinicuil Schltdl. Recibe diferentes nombres según el país o la región donde se
encuentre, en México los nombres más comunes por los que se le conoce en los diferentes estados donde
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se encuentran son: Jinicuil, cuajinicuil, cojinicuil, paterno, vaina, chalahuite, cuijinicuil, cuinicuil,
quinicuil, talax y cuilmacheton (Vargas & Peire, 2017).
El árbol I. jinicuil mide entre 15 y 20 m de altura con 30 cm de diámetro normal de tallo, con ramas
ascendentes y una copa chica e irregular si es que crece en la naturaleza, pero es amplia y densa en los
árboles cultivados. Cuenta con raíces tubulares, fuste cilíndrico, su corteza externa es lisa, pálida
grisácea con mucha cantidad de lenticelas en líneas horizontales y algunos anillos (Vargas & Peire,
2017).
Sus hojas están dispuestas en espiral, paripinnadas de 6 a 20 cm de largo subtendidas por grandes
estipulas verde pálido de 7 a 20 mm de longitud, estrechamente elípticas, ramas con lenticelas, con un
raquis no alado, con 3 a 5 pares de foliolos que van desde obovadoa a lanceados (Vargas & Peire, 2017).
Los frutos de esta planta son vainas de color verde, rectos o curvos, fibrosos, glabros con varias semillas,
las cuales están cubiertas de una pulpa de aspecto algodonoso de sabor dulce. Tanto la base como el
ápice son redondeados, con rebordes gruesos. Llegan a medir entre 25.1 - 29.5 cm de largo, con un
ancho de 5.6 cm y un grosor en la parte media del fruto de 3.5 - 3.7 cm en promedio; sus semillas son
exalbuminosas, tienen una longitud de 4.07 cm en promedio; constan de un par de cotiledones de reserva
de color verde (Vargas & Peire, 2017).
Al realizar cualquier análisis microbiológico de alimentos para determinar la calidad sanitaria se tienen
en cuenta los microorganismos indicadores de sanidad. Son considerados como un grupo o especie a
través de los cuales se evalúa la seguridad del alimento tanto en microorganismos patógenos y sus
toxinas, y su calidad microbiológica (Fernández, 2017). Entre el grupo de estos indicadores se
encuentran las bacterias mesófilas aerobias, bacterias coliformes, mohos y levaduras. La presencia de
alguno de estos es evidencia indirecta de que los alimentos estuvieron expuestos a condiciones que
pueden determinar el alojamiento de microorganismos patógenos o facilitar la proliferación de estos
(Baggini, 2020). El grupo de bacterias coliformes ha sido siempre el principal indicador de calidad, el
número de coliformes en una muestra se usa como criterio de contaminación, y de calidad sanitaria;
incluye a los géneros Escherichia, Enterobacter, Klebsiella y especies lactosa positivas de otros géneros
(Baggini, 2020).
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Para esta investigación se tomaron como referencia las NOM-110-SSA1-1994. Bienes y servicios.
Preparación y dilución de muestras de alimentos para su análisis microbiológico, NOM-092-SSA1-
1994. Bienes y servicios. Método para la cuenta de bacterias aerobias en placa, NOM-112-SSA1-1994.
Bienes y servicios. Determinación de bacterias coliformes. Técnica del número más probable y NOM-
111-SSA1-1994. Bienes y servicios. Método para la cuenta de mohos y levaduras en alimentos.
METODOLOGÍA
El fruto se Inga Jinicuil se colectó en la localidad de Tepango localizado en el municipio de Ayutla de
los libres en el estado de Guerrero, en las coordenadas 16°53'51.1"N 99°05'06.4"W. En esta localidad
existen arboles silvestres de jinicuil que sus pobladores aprovechan para cosechar su fruto y colocarlo a
la venta en el mercado local.
La metodología utilizada es del tipo exploratorio cuantitativo, debido a la poca información existente
sobre las características del fruto analizado y lo que se pretende comprobar. De este modo se abren
diferentes líneas de investigación sobre el jinicuil.
Muestreo
El método utilizado para la toma de muestras es el aleatorio simple, por su sencillez y practicidad para
obtener el número de población a analizar, lo que ayuda a los fines de la investigación. Se enumeraron
del 1 al 126 las vainas de jinicuil, en este caso la población total adquirida es N = 126. Posteriormente
con ayuda de Microsoft Excel se generaron números aleatorios entre 0 y 1 para multiplicarlos por la
muestra total y obtener los números poblacionales que fueron las 63 muestras del estudio, Tabla 1.
Criterios de inclusión
Se incluyeron los frutos del Inga jinicuil que no presentaban podredumbre interna para el análisis de la
pulpa y semilla.
Criterios de exclusión
No se contemplaron aquellos frutos que presentan deterioro en la cáscara derivado de golpes, gusanos
en su interior y aquellos que no fueron de tamaño óptimo para el estudio, así como los que presenten
podredumbre en el interior del fruto.
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Preparación de las muestras
Para la preparación de las muestras utilizadas en cada una de las determinaciones se siguió la
metodología propuesta por la NOM-110-SSA1-1994, Preparación y Dilución de Muestras de Alimentos
para su Análisis Microbiológico.
Preparación del agua peptonada
En una balanza analítica Adam con capacidad de 250 gr y legibilidad de 0.1 mg, se pesó 1 gr de peptona
y 8.5 gr de NaCl, con un matraz se midió 1 L de agua destilada y adicionó la peptona y cloruro de sodio
previamente pesados. Empleando un pHmetro se ajustó el pH a 7 ± 0.1 con hidróxido de sodio 1N.
Posteriormente, con una pipeta estéril, se distribuyó en porciones de 9 mL en tubos de ensayo con rosca.
Finalmente, en una autoclave eléctrico All-American modelo 25X-1, se esterilizó a 121°C durante 15
minutos.
Se mantuvieron en refrigeración entre 0 y 5°C en lugares oscuros por un lapso no mayor a un mes hasta
que llegó el momento de su uso.
Preparación de la dilución primaria y diluciones decimales
Se pesaron 10 gr de la muestra a analizar en recipiente o bolsa plástica estéril empleando una balanza
analítica, se añadió a un volumen de 90 ml de diluyente estéril a la muestra.
Utilizando la licuadora se trituró y homogenizó de 1 a 2 minutos hasta obtener una suspensión completa.
Antes de tomar las alícuotas se dejó sedimentar las partículas grandes, posteriormente se transfirió la
cantidad deseada tomando las capas superiores de la suspensión.
Después, se transfirió la muestra homogeneizada a un matraz con tapa, empleando una pipeta estéril, se
tomó 1 mL de la dilución primaria para pasarlo a un tubo de ensayo con 9 mL de diluyente estéril,
agitando la muestra manualmente con 25 movimientos de arriba abajo con un arco de 30 cm efectuados
en un tiempo de 7 segundos.
El procedimiento se repitió hasta alcanzar la cantidad de diluciones deseadas.
Corte microbiológico
Al ser el jinicuil un fruto sin información alguna de carga microbiológica en cualquiera de sus partes
que lo conforman se llevó a cabo un corte en el análisis de algunas de las muestras para determinar las
diluciones adecuadas necesarias para la cuenta de mesófilos aerobios, mohos y levaduras con la finalidad
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de obtener solamente las placas con el número de colonias que entren dentro del rango establecido por
sus respectivas NOM.
Este procedimiento consistió en llevar a cabo todas las series de conteos de microorganismos descritas
en este capítulo con algunas muestras del jinicuil utilizando diluciones desde 10-1 hasta 10-7, para
posteriormente poder visualizar el crecimiento obtenido en cada una de estas y definir el rango de
diluciones adecuadas para un conteo apropiado en el resto de las muestras analizadas.
Mesófilos aerobios
Para el recuento de estos microorganismos se utilizó el procedimiento según la NOM-092-SSA1-1994,
bienes y servicios. Método para la cuenta de bacterias aerobias en placa.
Recuento de bacterias mesófilas en placa
Para la preparación del medio de cultivo (agar cuenta estándar) se sigue la metodología del fabricante.
En una caja Petri estéril se adicionó 1 mL de la dilución primaria con 12 a 15 mL de medio de cultivo,
posteriormente se mezcló mediante seis movimientos de derecha a izquierda, seis en sentido de las
manecillas del reloj, seis en sentido contrario y seis de atrás a adelante. Por último, se colocó sobre una
superficie lisa y horizontal hasta lograr una completa incorporación del inóculo en el medio y su
solidificación.
Este procedimiento se repite con las demás diluciones, además se incluye una caja sin inóculo como
testigo de esterilidad.
Las cajas se incubaron, con ayuda de una incubadora electrotérmica de temperatura constante Zeigen
modelo DNP, en posición invertida (tapa hacia abajo) por 48 ± 2 horas a 35°C ± 2°C. Para la lectura se
seleccionaron aquellas placas donde aparezcan 25 a 250 colonias características.
Se tomaron las medidas de la esterilidad de los materiales utilizados, tiempos de dilución y de
inoculación, temperatura de trabajo y de incubación como se especifica en la NOM-092-SSA1-1994.
Mohos y levaduras
Para el recuento de mohos y levaduras se utiliza el procedimiento según la NOM-111-SSA1-1994,
Bienes y servicios. Método para la cuenta de mohos y levaduras en alimentos.
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Preparación estéril de ácido tartárico al 10%
• Disolver ácido tartárico previamente calculado en agua destilada.
• Esterilizar a 121 ± 1°C por 15 minutos.
• Adicionar al medio de cultivo aproximadamente 1.4 mL de ácido tartárico estéril por cada 100
mL de medio.
Preparación del medio de cultivo
Pesar en una balanza analítica, 39 gramos de agar papa dextrosa, adicionar en 1 litro de agua destilada.
Calentar en parrilla con agitación constante.
Finalmente, enfriar hasta alcanzar una temperatura de 45°C ± 1°C acidificando con ácido tartárico estéril
al 10% hasta la obtención de un pH de 3.5 ± 0.1.
Cuenta de mohos y levaduras en placa
En cajas Petri estériles, se adicionaron 1 mL de la dilución primaria para posteriormente verter de 15 a
20 mL de medio de cultivo acidificado. Se mezcló cuidadosamente el medio con seis movimientos de
derecha a izquierda, seis en sentido de las manecillas del reloj, seis en sentido contrario y seis de atrás
para adelante.
Se dejó reposar hasta solidificar y se llevó a incubación de 3 a 5 días a 25°C ± 1°C. Se contabilizaron
las colonias después de 3, 4 y 5 días. Después de 5 días, se seleccionaron aquellas placas que contuvieron
entre 10 y 150 colonias.
El procedimiento se repitió tantas veces como diluciones decimales se requiera.
Se tomaron las medidas de la esterilidad de los materiales utilizados, tiempos de diluciones y de
inoculación, temperatura de trabajo y de incubación como especifica la NOM-111-SSA1-1994.
Diferenciación de mohos y levaduras
Cuando la morfología colonial no fue suficiente, se examinaron microscópicamente las colonias para
distinguirlas de levaduras y mohos de las bacterias utilizando las descripciones proporcionadas en la
teoría, esto con un microscopio biológico binocular Zeigen.
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Coliformes totales
Técnica del número más probable
La siguiente metodología es planteada por la NOM-112-SSA1-1994, para la determinación de bacterias
coliformes; teniendo en todo momento las condiciones de esterilidad necesarias.
Prueba presuntiva.
En la preparación del medio líquido, se utilizó el caldo lactosado preparado como lo indica el fabricante,
posteriormente se adicionan a 9 tubos de ensayo 9 mL del caldo para su esterilización en autoclave.
Para la preparación de la muestra, se pesaron 10 gramos en una balanza analítica, y se añadió a un matraz
de rosca con 90 mL de agua peptonada estéril, a partir de la cual se prepararon las diluciones seriadas.
Con una pipeta estéril, se añadió 1 mL de la primera dilución a una serie de 3 tubos, 1 mL de la dilución
10-2 a 3 tubos y 1 mL de la dilución 10-3 a otros 3 tubos.
Se colocaron en una gradilla y se incubaron a una temperatura de 35°C ± 0.1°C por 24 ± 2 horas, una
vez transcurrido el tiempo se observa la formación de gas, en caso de no presentarlo se incubaron por
48 ± 2 horas.
Los tubos que presentan formación de gas y turbulencia son los tubos que se emplearon en la prueba
confirmativa para coliformes totales y fecales.
Prueba confirmativa
Para la prueba de coliformes totales, se tomó una azada de los tubos con formación de gas de la prueba
presuntiva empleando un asa bacteriológica, para sembrar en un número igual de tubos con caldo bilis
verde brillante al 2%.
Posteriormente, se llevó a incubar a una temperatura de 35°C ± 0.1°C por 24 ± 2 horas. Después
transcurrido el tiempo, se observó la formación de gas y en caso de no presentarlo, la incubación se
alargó hasta las 48 ± 2 horas.
Para la prueba de coliformes fecales, se repitió el mismo procedimiento de la prueba de coliformes
totales, cambiando la temperatura de incubación a 44.5°C.
Para la toma de resultados, en ambas pruebas, se consideró la serie de tubos de la prueba confirmativa
donde se presentó la formación de gas después del tiempo requerido y se buscó el NMP en las tablas
presentadas por la NOM.
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Se tomaron las medidas de la esterilidad de los materiales utilizados, tiempos de diluciones y de
inoculación, temperatura de trabajo y de incubación como se especifica en la NOM-112-SSA1-1994.
Pruebas estadísticas
Para el contraste de las hipótesis se utilizó la región critica o de rechazo con un límite de confianza del
95%, manejando los límites máximos permisibles y los UFC/g de las muestras o en su defecto los
NMP/g. Se empleó la fórmula para una hipótesis de dos extremos:
󰇛󰇜
Donde:
S = desviación estándar muestral
X = valor de UFC/g
promedio
n-1= número de muestras menos 1
󰇛󰇜󰇛󰇜
Zc= la zona crítica
X= promedio
µ = población tomada
S = desviación estándar muestral
N= muestra
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
De acuerdo a la metodología descrita se obtuvieron los siguientes resultados:
Corte de bacterias mesófilas
En el conteo de placas llevado a cabo en diluciones desde 10-1 hasta 10-7 se obtuvo que las cajas que
cumplían con las especificaciones dictadas por la NOM fueron:
• Para la cáscara las diluciones 10-2,10-3 y 10-4.
• Para la pulpa y la semilla las diluciones 10-2 y 10-3.
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Además de incluir una caja sin inóculo, para cada una de las muestras, que sirvió como testigo de
esterilidad. Todas las muestras, a excepción de las correspondientes al corte, que se analizan en el
recuento de mesófilos aerobios corresponden solamente a la inoculación de estas series de diluciones
decimales, Tabla 2.
Las colonias observadas durante los conteos presentaron una coloración que va desde el amarillo hasta
el naranja, llegando a ser opacas, de diversos tamaños, con formas circulares y puntiformes, con
elevación plana, bordes lisos y en algunos casos rugosos. Se apreció un gran crecimiento de colonias en
las placas con las diluciones primarias de las muestras de cáscara y pulpa. Estas llegan a exceder el
número establecido para su selección en el conteo, siendo las cajas que se utilizaron para este fin las de
diluciones 10-3 y 10-4.
Con respecto al límite máximo permisible establecido por la NOM-093-SSA1-1994, en la cáscara solo
dos muestras se encuentran por debajo de este, lo cual contrasta con lo calculado en la prevalencia,
mientras que en las muestras de pulpa y semilla no sobrepasan el límite definido.
Lo reportado por Castro, et al. (2023) difiere de lo que se encontró en la cáscara del fruto, debido que
en el estudio mencionado halló cargas microbianas aceptables en los alimentos analizados, lo que se
puede deber al origen de las muestras, ya que en el estudio de estas se toman de fincas enfocadas en la
producción donde se tienen procedimientos establecidos para obtener un producto de calidad, mientras
que las muestras de jinicuil son tomadas mayoritariamente de árboles silvestres a los cuales no se les
proporciona cuidado alguno.
Corte de mohos y levaduras
Las cajas que cumplieron con la especificación de la norma que se utilizan para la incubación de las
demás muestras son las que se mencionan a continuación:
• Para la cáscara se emplearon las diluciones 10-2,10-3 y 10-4.
• Para la pulpa y semilla se utilizaron las diluciones 10-1 y 10-2.
Además de incluir una caja sin inóculo, para cada una de las muestras, que sirvió como testigo de
esterilidad. Todas las muestras, a excepción de las correspondientes al corte, que se analizaron en el
recuento de mohos y levaduras corresponden a la inoculación de estas series de diluciones decimales.
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Las colonias obtenidas presentaron formas puntiformes, irregulares y filamentosas; con elevaciones
levantadas y convexas, con bordes filamentosos, dentados y lisos; llegando a presentar coloraciones
verdes, blancas, oscuras y marrones. Las colonias de mohos, en particular, obtenidas durante la
incubación se asemejan a las descritas del género Penicillium en la mayoría de los casos, siendo las
demás que no entran en la descripción, posiblemente, del género Fusarium. Esto basado en las
características morfológicas descritas para ambos géneros.
Las colonias que no se adaptaron a las características de mohos se consideran típicas de levaduras, una
de las razones para ello es el medio de crecimiento acidificado, así como la forma, coloración y aspecto
cremoso que presentan al momento de su conteo. Sin embargo, a rasgos macroscópicos no se puede
sospechar de algún género en particular de estos microorganismos fúngicos.
La presencia de mohos y levaduras en la cáscara del jinicuil es notable, destacado por la presencia de su
desarrollo por parte de la mayoría de las placas inoculadas con las muestras, donde se observó la
predominancia de los mohos sobre las levaduras, lo cual no resultó en ningún inconveniente el momento
de su conteo.
En la pulpa, únicamente dos muestras estuvieron en el rango del conteo de colonias necesarias según la
NOM-111-SSA1-1994, las restantes carecieron de un número significativo de mohos y levaduras para
este fin, solamente llegando a presentar muy pocas colonias de mohos en un par de muestras y las
restantes sin crecimiento aparente. Lo anterior no significa que el análisis diera un resultado
inconcluyente para esta parte del fruto, dado que para estos casos se utilizaron las diluciones primarias
en la inoculación de las placas, que son las que en teoría muestran la mayor carga de microorganismos
del alimento, lo cual puede considerarse que no presentan una cantidad significativa de estos organismos
en esta parte del jinicuil.
En la semilla se sigue un comportamiento similar, donde solo una muestra cumple con el rango de conteo
establecido por la norma y todas las demás no lo hacen, en consecuencia, en los conteos para esta parte
y para la pulpa, se ve reflejada una cantidad relativamente pequeña de UFC/g de mohos y levaduras. En
el caso del límite máximo dado por la NOM-121-SSA1-1994, se encontró que ninguna de las muestras
de la cáscara cumple con éste, mientras que en la pulpa se encontraron dos muestras que están por
encima, siendo la semilla la que se encuentra en el margen del límite.
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El resultado en general de presencia de mohos y levaduras, haciendo énfasis en la cáscara del fruto, se
asemeja a lo encontrado por Campuzano et al. (2015) donde se excede el recuento de estos
microorganismos en alimentos como las ensaladas y las piñas, lo que no los hace que sean no aptos para
el consumo.
Tinción con azul de lactofenol
Al momento de la revisión las muestras en microscopio, se pudieron observar estructuras en forma de
hifas, de las colonias características de mohos tomadas de las placas Petri incubadas, que a simple
observación son no tabicadas y cuentan con estructuras de métulas, filiades y conidios en algunas
terminaciones. Esta descripción se asemeja mucho a la dada en la estructura de estas partes por
McPherson & Pincus (2021) así como las descripciones más antiguas de mohos de otros autores. Al
observar detenidamente los conidióforos de las tinciones realizadas, se aprecia cómo es que estos se
asemejan bastante bien con los géneros Fusarium y Penicillium, aun cuando no se aprecia las hifas
típicas a estos géneros por la resolución de la imagen, las cuales son tabicadas.
En todas las muestras de cáscara se presentó el género Fusarium, señalado por los microconidios
sencillos que presentan, aunque no se visualizaron rastros de macroconidios, se considera que debido al
tiempo de incubación y el tamaño de las colonias analizadas, no se pudieron desarrollar o apreciar con
la técnica utilizada. La mayoría de las muestras que presentaron el género Penicillium son de la pulpa y
semilla, en las cuales se puede apreciar algunas de las subdivisiones del género como Aspergilloides,
Penicillium, Berticillium y Furcatum, esto en base al nivel de ramificación visto en las tinciones.
Técnica del número más probable (coliformes)
Prueba presuntiva.
A las 48 horas, en la prueba presuntiva en caldo lactosado de microorganismos coliformes para la
cáscara, el NMP/g resultó claramente elevado en todas las muestras, lo que evidencia la presencia de
estos microorganismos cuando el fruto esta recién cosechado.
En el caso de la pulpa, los resultados dejan a la vista que la cáscara del fruto no es lo suficientemente
eficiente para evitar la contaminación hacia el interior, debido a que solo dos muestras arrojan resultados
aceptables.
pág. 8422
La semilla es la parte del jinicuil que menor NMP/g presentó en esta prueba, existiendo solo una muestra
con una cantidad elevada de microorganismos que se desarrollaron en el caldo, logrando ser la excepción
a la poca cantidad encontrada en general de la presunta carga de coliformes.
Prueba confirmativa
Las cáscaras de la mayoría de las muestras presentaron un número elevado de coliformes totales y
fecales, lo cual no es de extrañeza para este tipo de alimentos que se encuentran a la intemperie donde
se pueden contaminar inclusive por el polvo que es arrastrado por aire.
En la pulpa se encontró que la presencia de coliformes es relativamente más baja que la presente en el
exterior del fruto, siendo solo una de las muestras de coliformes totales la que arroja un resultado alto,
esto puede deberse a la integridad de la cáscara al estar rasgada lo que propiciaría la entrada de estos
organismos hacia el interior.
Para la semilla, la carga de estas bacterias disminuyó hasta niveles mínimos en la mayoría de las
muestras, lo que se correlaciona con lo visto en la prueba presuntiva, por lo cual no es de extrañar que,
así como todas las demás pruebas microbiológicas, ésta sea la parte del fruto que menos carga
microbiana presenta.
De acuerdo con el límite máximo permisible establecido por la NOM-093-SSA1-1994, en la cáscara
solamente una muestra para coliformes fecales está por debajo del límite, siendo las restantes junto con
la totalidad de muestras de coliformes totales las que exceden este parámetro en esta parte del fruto. En
la pulpa se pudieron encontrar cinco muestras por debajo del límite máximo en ambos tipos de
microorganismos coliformes, en la semilla solamente dos muestras exceden el parámetro establecido
por la Norma Oficial, para el caso de coliformes totales, estando las restantes muestras junto con las
analizadas para coliformes fecales dentro de lo establecido para su consumo.
En general, lo encontrado para organismos coliformes se correlaciona muy bien con lo que se reporta
en la literatura sobre la presencia de microorganismos de Vázquez (2014), Peña (2014) y Carrillo (2016)
donde se encontraron altos grados de contaminación de cierto tipo de coliformes, principalmente por
uso de agua no tratada o malas prácticas de higiene, Tablas 4 y 5.
pág. 8423
Prevalencia
En el caso de la prevalencia de mesófilos aerobios se determinó un 100% de esta, al obtener un resultado
positivo en todas las muestras analizadas, siendo que el 94.96% de las UFC/g de mesófilos se encuentran
en el exterior del fruto, la cáscara, mientras la pulpa y semilla mostraron un 3.87% y 1.17% de
microorganismos, respectivamente.
Para mohos y levaduras, al igual que en todas las determinaciones, se concluyó basándose en el número
de muestras consideradas positivas y el número de UFC/g totales. Obteniendo un 87.71% y 38.09% de
mohos y levaduras respectivamente en el fruto, del cual destaca la cáscara con un 87.25% del total de
mohos y un 36.83% del total de levaduras. Para la pulpa y la semilla el número disminuye hasta un
máximo de 0.40% de mohos y 1.26% de levaduras, Tabla 6.
La prevalencia de coliformes totales se determinó en un 85.71%, destacando principalmente la presencia
en la cáscara con un 66.04%, la pulpa con 14.38% y finalmente la semilla con un 5.29%.
Por su parte, para coliformes fecales, se encontró una prevalencia de 76.19%, en donde el mayor
porcentaje se encontró en la cáscara (65.4%), seguido de la pulpa con 9.97% y la semilla con 0.82%,
Tabla 7.
Pruebas estadísticas
Al realizar la prueba de hipótesis de dos extremos para los microorganismos que se analizaron en este
estudio, se determinó que la hipótesis nula se acepta en todos los casos exceptuando a los coliformes
totales. Si se analiza de una manera detenida, estos por sí mismos no involucran complicaciones
importantes ante el estado del fruto o a la salud, debido a que la mayoría de las bacterias coliformes no
se consideran como dañinas y solo es una pauta para desglosar el análisis de coliformes fecales los cuales
son los más relacionados a contaminación y enfermedades transmitidas por alimentos, Tabla 8.
pág. 8424
TABLAS Y FIGURAS
Tabla 1 Muestreo aleatorio de las vainas de jinicuil.
Núm. Muestra
Núm. Entre 0 y 1
Núm. En la población
1
0.1308294980
16
2
0.6382576126
80
3
0.3975762045
50
4
0.3107397486
39
5
0.7680037452
97
6
0.9944649701
125
7
0.5957133595
75
8
0.7276774163
92
9
0.3710852388
47
10
0.7568273838
95
11
0.4356119823
55
12
0.5818099575
73
13
0.0924174270
12
14
0.2518131112
32
15
0.8518344759
107
16
0.1830018849
23
17
0.4538609529
57
18
0.6165730672
78
19
0.6999625881
88
20
0.0355231893
4
21
0.2757160276
35
Tabla 1 Muestreo aleatorio de las vainas de jinicuil. Continuación.
Núm. Muestra
Núm. Entre 0 y 1
Núm. En la población
22
0.0402608772
5
23
0.3633113941
46
24
0.6432454889
81
25
0.2442450302
31
26
0.4738811803
60
27
0.1547606545
19
28
0.0057575657
1
29
0.1692760824
21
30
0.4244957591
53
31
0.5246420593
66
32
0.4641169669
58
33
0.8555500162
108
34
0.4900536291
62
35
0.4843721372
61
36
0.8618337786
109
37
0.1343712759
17
38
0.9015241983
114
39
0.2208039328
28
pág. 8425
40
0.0868860399
11
41
0.8795734850
111
42
0.3051184710
38
Tabla 1 Muestreo aleatorio de las vainas de jinicuil. Continuación.
Núm. Muestra
Núm. Entre 0 y 1
Núm. En la población
43
0.5045943798
64
44
0.7067202712
89
45
0.4416698391
56
46
0.6095086301
77
47
0.1020833228
13
48
0.3293974516
42
49
0.7961775841
100
50
0.3567557482
45
51
0.2359147960
30
52
0.2263376165
29
53
0.2726777836
34
54
0.4045313120
51
55
0.4324479671
54
56
0.4688660617
59
57
0.6674106160
84
58
0.2596823063
33
59
0.0242268508
3
60
0.8046182548
101
61
0.5286226682
67
62
0.3183690914
40
63
0.0449449652
6
Tabla 2 UFC de mesófilos aerobios.
Cáscara (UFC/g)
Pulpa (UFC/g)
Semilla (UFC/g)
400,000
108,000
20,800
100,000
4,250
7,600
200,000
970
3,100
100,000
1,350
5,600
2,000,000
27,500
4,420
600,000
6,400
4,480
500,000
6,530
1,710
Nota: Límite máximo permisible para mesófilos aerobios de 150,000 UFC/g según la NOM-121-SSA1-1994.
pág. 8426
Tabla 3 UFC del conteo de mohos y levaduras.
Muestra
Cáscara (UFC/g)
Pulpa (UFC/g)
Semilla (UFC/g)
1
380,000
110
10
2
600
0
40
3
2,000
0
20
4
300,000
1,100
0
5
3,000
40
10
6
5,000
13,000
30
7
7,000
10
130
Nota: Límite máximo permisible para mohos y levaduras de 500 UFC/g según la NOM-121-SSA1-1994.
Tabla 4 NMP para las muestras de coliformes totales.
Muestra
Cáscara (NMP/g)
Pulpa (NMP/g)
Semilla (NMP/g)
1
>1100
--
23
2
460
150
<3
3
460
1100
<3
4
>1100
93
<3
5
1100
23
240
6
>1100
23
93
7
>1100
11
150
Nota: Límite máximo permisible para coliformes totales de 100 NMP/g según la NOM-093-SSA1-1994.
Tabla 5 NMP para las muestras de coliformes fecales.
Muestra
Cáscara (NMP/g)
Pulpa (NMP/g)
Semilla (NMP/g)
1
7
--
20
2
460
150
<3
3
240
460
<3
4
>1100
28
<3
5
460
20
21
6
>1100
23
<3
7
>1100
--
<3
Nota: Límite máximo permisible para coliformes totales de 100 NMP/g según la NOM-093-SSA1-1994.
pág. 8427
Tabla 6 Microorganismos presentes en el fruto jinicuil.
Organismos
mesófilos
totales
Porcentaje
Mohos
totales
Porcentaje
Levaduras
totales
Porcentaje
Fruto
4,107,000
100%
325,320
87.71%
386,780
38.09%
Cáscara
3,900,000
94.96%
323,600
87,25%
374,000
36.83%
Pulpa
159,000
3.87%
1,480
0.40%
12,780
1.26%
Semilla
48,000
1.17%
240
0.06%
0
0%
Tabla 7 Microorganismos presentes en el fruto jinicuil. Continuación.
Coliformes totales
Porcentaje
Coliformes fecales
Porcentaje
Fruto
8,345
85.71%
5,204
76.19%
Cáscara
6,430
66.04%
4,467
65.40%
Pulpa
1400
14.38%
681
9.97%
Semilla
48,000
5.29%
56
0.82%
Tabla 8 Prueba de hipótesis para los diferentes microorganismos.
Confianza
Grado de error
Valor crítico
Zc
Mesófilos aerobios
95%
0.05
±1.96
0.46027
Mohos
95%
0.05
±1.96
1.053
Levaduras
95%
0.05
±1.96
1.01868
Coliformes totales
95%
0.05
±1.96
2.86736
Coliformes fecales
95%
0.05
±1.96
1.73
CONCLUSIONES
Las vainas de jinicuil, al no ser ampliamente conocidas y sobre todo poco solicitadas, se encuentran a
la venta en mercados municipales, donde los productores que tienen algunos árboles llegan a ofrecer su
cosecha, pero sin darle algún tipo de tratamiento previo de limpieza como a otras frutas, lo que favorece
el encontrar suciedad en ellas.
Las lesiones encontradas en el fruto, tanto por el tiempo y forma de recolección resultan propicias para
la contaminación microbiana hacia el interior del jinicuil, más cuando llegan a partirse, o las vainas no
terminan completamente integras al momento de su traslado o conservación.
pág. 8428
También se encontró que algunas vainas pese a presentar una coloración verde, lo cual se considera
adecuado, y de no presentar golpes o algún signo de maltrato, presentaban podredumbre en el interior
del fruto afectando principalmente la pulpa junto a la semilla y la parte interior de la cáscara, lo cual las
hace no aptas para el consumo.
Uno de los principales contaminantes del fruto son los gusanos depositados por la mosca de la fruta,
estos se alimentan del fruto y perseveran aún con la cáscara en perfecto estado dañando la integridad de
todo el interior.
La carga microbiana encontrada en la pulpa y la semilla, de mesófilos, mohos, levaduras y coliformes,
es significativamente menor a la encontrada en la cáscara, esto debido a la dificultad que les representa
a los microorganismos invadir estas áreas por la poca permeabilidad que posee. La gran cantidad
microrganismos en la parte externa del fruto se debe en gran medida a la zona de crecimiento y toda la
exposición que sufre al ambiente.
En ciertos casos, la germinación de la semilla favoreció la interacción constante con parte del exterior,
que a su vez genera aperturas de diversas medidas, que hacen que el fruto no contara con una protección
total que debería brindar su cáscara con la intemperie. Lo que se considera como un factor de
contaminación a considerar asociado con los casos de conteos de microorganismos altos en las partes
internas del jinicuil.
La proliferación de colonias características de determinados tipos de moho en la cáscara, y muy poca
parte en la pulpa y semilla de las muestras analizadas, demostró una fuerte presencia de dichos
microorganismos en el fruto, propiciado por la gran cantidad de agua y humedad que presenta el jinicuil
aún tiempo después de su recolección.
Los géneros de mohos encontrados en las muestras del jinicuil (Fusarium y Penicillium) resultan ser de
los principales que generan micotoxinas cuando se alojan y desarrollan en algún alimento, estas causan
daños a la salud si es que se ingieren los productos contaminados con estos microorganismos. Sin
embargo, al no contar con un número elevado de estos, según las Normas Oficiales Mexicanas, en las
partes comestibles como la pulpa y la semilla, se puede considerar como un riesgo bajo de intoxicación.
Por otra parte, las levaduras encontradas y observadas ante microscopio parecen ser del mismo género,
pero este resulta ser difícilmente identificable solamente con la técnica de tinción aplicada.
pág. 8429
La prevalencia de los microorganismos en el fruto indica cómo es que no se mantiene libre de estos, aun
en lo más arraigado del jinicuil que es la semilla, indicativo que además de la manipulación que se les
da, la forma y características de este, principalmente por su cascara, no son favorables para evitar la
presencia de estos indicadores.
Si bien se presentaron casos positivos en todo el fruto respecto a los análisis aplicados, estos no reflejan
del todo si el jinicuil es apto o no para su consumo o aprovechable para el desarrollo de productos, lo
que si lo hace es el cumplimiento con las normas oficiales.
Al comparar los resultados obtenidos con las normas oficiales respecto al límite máximo permisible,
solamente un 9.52% de las muestras de cáscara cumplen con sus límites establecidos, lo que dificulta el
aprovechamiento de esta parte del fruto si es que no se lava o desinfecta de manera apropiada.
En la pulpa y en la semilla un 76.19% y 100% de sus muestras respectivamente están dentro de lo
permitido, siendo el grado de contaminación por encima presentado por la pulpa derivado de las
condiciones del jinicuil al momento de su estudio, así como la gran humedad y metabolitos que presenta,
lo que genera un buen ambiente para el desarrollo de microorganismos.
Aun así, la contrastación de hipótesis reflejó que el consumo del jinicuil proveniente de la localidad de
Tepango, no es un factor de riesgo para la salud de los consumidores, aun cuando las prevalencias, en
general, de microrganismos indicadores sean altas. Esto debido a que la mayoría de las pruebas se
encuentran en la zona de aceptación.
Esto último indica que las partes internas del fruto no representan problema aparente hacia su consumo,
pudiendo dársele cualquier tipo de aprovechamiento que involucre su venta, consumo o transformación
en diversas variedades de alimentos, siempre y cuando se sigan las buenas prácticas de higiene en
cualquier ámbito que se le quiera dar un uso.
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