pág. 941
EFECTO DE LA INFUSIÓN
INTRAPERITONEAL DE LIDOCAÍNA SOBRE
LA RECUPERACIÓN ANESTÉSICA EN RATAS
ALBINAS (Rattus norvegicus)
EFFECT OF INTRAPERITONEAL LIDOCAINE INFUSION ON
ANESTHETIC RECOVERY IN ALBINO RATS (Rattus norvegicus)
Laura María Cabrera Pocasangre
Universidad de San Carlos de Guatemala, Guatemala
Ricardo José Recinos Donis
Universidad de San Carlos de Guatemala, Guatemala
Edy Robin Meoño Sánchez
Universidad de San Carlos de Guatemala, Guatemala
pág. 942
DOI: https://doi.org/10.37811/cl_rcm.v8i4.12337
Efecto de la Infusión Intraperitoneal de Lidocaína sobre la Recuperación
Anestésica en Ratas Albinas (Rattus norvegicus)
Laura María Cabrera Pocasangre1
Laurama4f@hotmail.com
https://orcid.org/0009-0002-9397-2230
Medicina Veterinaria
Universidad de San Carlos de Guatemala
Guatemala
Ricardo José Recinos Donis
Rickyrecinos@gmail.com
https://orcid.org/0009-0007-8975-6259
Maestría en Ciencia Animal con énfasis en
Medicina de Animales Exóticos y Silvestres
Universidad de San Carlos de Guatemala
Guatemala
Edy Robin Meoño Sánchez
Mvmeono@gmail.com
https://orcid.org/0009-0007-8548-9827
Maestría en Ciencia Animal con énfasis en
Medicina de Vida Silvestres
Universidad de San Carlos de Guatemala
Guatemala
RESUMEN
Objetivo: La finalidad de este estudio es evaluar el efecto de la lidocaína por vía intraperitoneal sobre
la recuperación anestésica en ratas albinas previamente anestesiadas con ketamina + xilacina, medida a
través del tiempo de recuperación y parámetros fisiológicos. Métodos: Se ejecutó un estudio
experimental con cuatro grupos, nueve ratas cada grupo. Grupo A, grupo control el cual no recibió
lidocaína; grupo B que recibió 8 mg/kg de peso de lidocaína; grupo C que recibió 12 mg/kg de peso de
lidocaína; grupo D que recibió 16 mg/kg de peso de lidocaína. Luego de estar bajo anestesia general
(ketamina + xilacina), la lidocaína fue aplicada por vía intraperitoneal. El tiempo fue medido desde la
aplicación de la anestesia general hasta la recuperación del individuo. El análisis de datos se realizó con
un modelo lineal generalizado con distribución de poisson, utilizando el peso como co-variable.
Resultados: El tiempo de recuperación sí se ve afectado por la aplicación de lidocaína por vía
intraperitoneal y esto puede deberse a varios factores. Conclusión: La lidocaína sí prolonga el tiempo
de duración y recuperación de anestesia, según el tiempo en el que este sea aplicado. Las dosis evaluadas
son seguras para el uso del médico veterinario en la clínica.
Palabras clave: Infusión intraperitoneal, Lidocaína, Anestesia, Recuperación anestésica, Rattus
norvegicus
1
Autor principal
Correspondencia: Laurama4f@hotmail.com
pág. 943
Effect of Intraperitoneal Lidocaine Infusion on Anesthetic Recovery in
Albino Rats (Rattus norvegicus)
ABSTRACT
Objective: The purpose of this study is to evaluate the effect of the intraperitoneal lidocaine on
anesthetic recovery in albino rats previously anesthetized with ketamine + xylazine, measured through
recovery time and stability of the physical parameters. Methods: The experimental study was conducted
in which four groups were formed with nine rats each groups. Group A, control group, did not receive
lidocaine; group B received 8 mg/kg of lidocaine; group C received 12 mg/kg of lidocaine; group D
received 16 mg/kg of lidocaine. After the individuals were under general anesthesia (ketamine +
xylazine) lidocaine was administered intraperitoneally. The time was measured from the application of
the general anesthesia to the individual recovery. The data analysis was performed using a generalized
linear model with Poisson distribution, using weight as a co-variable. Results: The recovery time is
affected by the intraperitoneal infusion of lidocaine. This may be due to various factors. Conclusion:
Lidocaine does prolong the duration and recovery time of anesthesia depending on the time it is
administered. The doses evaluated are safe for use by veterinarians in clinical practice.
Keywords: Intraperitoneal infusion, Lidocaine, Anesthesia, Anesthetic recovery, Rattus norvegicus
Artículo recibido 08 junio 2024
Aceptado para publicación: 11 julio 2024
pág. 944
INTRODUCCIÓN
El uso de un anestésico local como coadyuvante de la combinación podría mejorar la calidad de la
anestesia en términos de tiempo y analgesia; sin embargo, esto ha sido escasamente estudiado en la
medicina veterinaria, específicamente en animales de compañía no convencionales. Por lo tanto, se hace
necesario evaluar si la adición de un anestésico local resulta ventajosa para los procedimientos
anestésicos generales con ketamina y xilacina, prolongando el tiempo de anestesia y mejorando la
analgesia en ratas albinas.
El uso de la rata albina (Rattus norvegicus) como espécimen de laboratorio se remonta al siglo XIX
(Modlinska y Pisula, 2020; Hulme-Beaman et al., 2021). Hoy por hoy, la rata albina de laboratorio es
sumamente importante en la investigación científica (Bigelow et al., 2023; Firmawati, 2018; Ploss &
Capoor, 2020; Smith et al., 2019; Zakowski, 2020). Adicionalmente, las ratas de esta especie son a
menudo mantenidas como mascotas en condiciones domésticas (Hou & Protopopova, 2022). Esto ha
llevado a realizar investigación sobre métodos, protocolos y dosis para el tratamiento médico de estos;
ya que actualmente esta información es corta o nula.
Muchos de los procedimientos de investigación o de manejo que se realizan en esta especie, en
condiciones de cautiverio, requieren de anestesia (Buitrago et al., 2008; Gargiulo et al., 2012;
Tsukamoto et al., 2015). Una de las combinaciones anestésicas más utilizadas en ratas es la ketamina-
xilacina (Imani et al., 2022; Handayani et al., 2020; Prando et al., 2019; Średniawa et al., 2021). Esta
combinación está indicada principalmente para inmovilizaciones cortas y para procedimientos
quirúrgicos (Wenger, 2012). Debido al tamaño de estos individuos el acceso a vías principales para la
anestesia, como la vía intravenosa (IV), no son prácticas. Una alternativa es la vía intraperitoneal (IP),
recomendada por su rápida absorción (West, Heard & Caulkett, 2014).
En la medicina veterinaria, la lidocaína como anestésico local es de uso frecuente y se utiliza también
para el control de hiperalgesia y dolor neuropático (Plumb, 2011); por lo que el propósito de la presente
investigación es, evaluar el efecto del uso de lidocaína por vía intraperitoneal sobre la recuperación en
ratas albinas anestesiadas con la combinación ketamina + xilacina. Brindando al médico veterinario
clínico en especies no convencionales opciones seguras y viables en anestesia para su práctica del día a
día.
pág. 945
MATERIALES Y MÉTODOS
El estudio se realizó en la clínica veterinaria Ex-Situ veterinaria, localizada en la zona 11 de la ciudad
de Guatemala. Se utilizaron ratas (Rattus norvegicus) obtenidas del bioterio de la Unidad de Vida
Silvestres, de la facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia de la Universidad de San Carlos de
Guatemala, criadas para alimentación de otras especies. Se seleccionaron individuos con un peso entre
300gr y 450gr, en buen estado de salud general, sin importar el sexo. Todos los sujetos de estudio fueron
criados en cautiverio, alimentados con el mismo alimento y con agua servida ad libitum. Luego de ser
seleccionados los individuos, se realizó un examen físico general para definir si eran candidatos y evitar
muertes durante el procedimiento.
Se evaluó el efecto de la aplicación de tres dosis de lidocaína en ratas anestesiadas con la combinación
ketamina-xilacina. Para el efecto se establecieron cuatro grupos, distribuyendo los individuos
experimentales completamente al azar. A cada grupo se asignaron nueve individuos de la siguiente
manera: Grupo A = grupo control = sin lidocaína; grupo B, lidocaína 8 mg/kg de peso; grupo C, lidocaína
12 mg/kg de peso; grupo D, lidocaína 16 mg/kg de peso. Los individuos de todos los grupos fueron
anestesiados con la combinación xilacina al 2% (5 mg/kg de peso) y ketamina al 10%(40 mg/kg de
peso), aplicada por vía intramuscular (Carpenter y Marion, 2018; Miller & Fowler, 2015). En los grupos
experimentales (B, C y D) la lidocaína se aplicó por vía intraperitoneal.
El objetivo del estudio fue evaluar el efecto de la adición de tres dosis de lidocaína sobre el tiempo de
recuperación en ratas anestesiadas con la combinación ketamina-xilacina. En cada individuo se midió
el tiempo de recuperación desde el tiempo de aplicación de la anestesia general hasta la recuperación.
Se consideró recuperado al individuo que presentara movimientos voluntarios y pudiese colocarse en
posición decúbito esternal, que presentase sensibilidad al tocar los bigotes y un reflejo palpebral activo.
Los parámetros fisiológicos se midieron constantemente. Los valores medidos fueron frecuencia
cardíaca y frecuencia respiratoria, siguiendo los valores normales mencionados por la literatura (FC
250-480 lpm y FR 70-120 rpm) (Carpenter & Marion 2018; Vargas, 2020). Estos valores se midieron
cada 10 minutos en cada uno de los individuos, antes y después de la aplicación de lidocaína IP.
Se recopilaron los datos de tiempo de recuperación de la anestesia y los parámetros fisiológicos
obtenidos durante la anestesia de cada individuo en cada grupo de estudio. Se analizaron por medio de
pág. 946
un modelo lineal generalizado (GLM) con distribución de poisson, utilizando el peso como co-variable.
Se seleccionó este método para contrastar las diferencias de duración de anestesia entre los tres distintos
protocolos anestésicos con lidocaína y el grupo control sin lidocaína. Se tomó el grupo sin lidocaína,
grupo control, como intercepto del modelo. También se utilizó este análisis para detectar las diferencias,
utilizando los siguientes factores: peso del individuo, tiempo de aplicación de lidocaína y dosis de
lidocaína utilizada, entre los tres grupos que recibieron una dosis de lidocaína.
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
En este estudio se investigó el uso de lidocaína por vía intraperitoneal en ratas previamente anestesiadas
con xilacina y ketamina. A partir de esto se descubrió que el tiempo de recuperación de anestesia sí
aumentó luego de una aplicación de lidocaína por vía intraperitoneal (P=0.01). Esto se refleja
únicamente contra el grupo control que no recibió lidocaína, a diferencia de los grupos que sí recibieron.
Al comparar los grupos que recibieron lidocaína, no se encontró diferencia significativa en cuanto al
tiempo de recuperación (gráfico 1).
Es bien sabido que la lidocaína es utilizada como coadyuvante de protocolos anestésicos, además de
tener un buen control de la hiperalgesia (Ramírez-Paesano et al., 2020). A través de los años se ha
encontrado que el mecanismo de acción principal, es unirse a los canales de sodio. Una vez unido al
canal de sodio la conductividad neuronal disminuye, incluso la hiperactividad neuronal. Al encontrarse
los canales bloqueados, su repolarización se ve retrasada, prolongando el efecto de acción del anestésico
(Kindler y Yost, 2005). Es por ello que, sí se ve alterado el tiempo de recuperación por la aplicación de
lidocaína vía intraperitoneal.
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Gráfico 1: Duración de la anestesia, comparación del grupo control y grupos experimentales
La administración de fármacos por vía IP tiene amplias ventajas como la rápida absorción, esto se logra,
elevando la concentración plasmática al máximo en un periodo de tiempo corto, a diferencia de otras
vías como la subcutánea (SC). Esto favorece la rápida concentración de lidocaína en la sangre (Miyoshi
et al., 2020). Se encontró una correlación positiva entre el tiempo de la aplicación de la lidocaína vía
intraperitoneal y el tiempo de recuperación de cada individuo (gráfico 2). De la vía IP también podemos
afirmar que tiene una alta absorción de fármacos, después de la vía IV. El peritoneo cuenta con un
eficiente paquete vascular, compuesto principalmente de capilares. Estos capilares reciben del 4 al 7%
del flujo cardíaco, circulando de 2.5-6.2 ml/min/kg de sangre. Además, cuenta con un área aproximada
de 125 cm2 de superficie de absorción (Shoyaib, Archie y Karamyan, 2020). A esto se atribuye también
que los individuos más pesados tuvieron un tiempo de recuperación más prolongado (P=0.01); es decir,
que a mayor peso del paciente mayor será el tiempo de recuperación.
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Gráfico 2 Relación entre la duración de la anestesia y el tiempo de aplicación de la lidocaína
Esto se observa principalmente en los grupos C (P<0.001) y D (P=0.051), en el caso del grupo B
(P=0.415) no existe relación (gráfico 3). A pesar de esto, el grupo D presentó un promedio menor al
resto de grupos, aunque es probable que se deba a interacción con factores no estudiados como el sexo,
edad o idiosincrasia de los individuos (Tabla1). La lidocaína es metabolizada en el hígado; por ende, un
fallo a nivel hepático prolonga la duración del fármaco en el sistema (Welsh, 2009). No se observaron
tiempos de recuperación mayor a 120 minutos en los individuos; así mismo, no se realizaron pruebas
hepáticas en estos para corroborar si el tiempo de recuperación se vería afectado.
Tabla 1 Grupos con dosis administrada y tiempo promedio de recuperación
Al evaluar los parámetros fisiológicos, observamos que no hay diferencia en la respiración, entre los
tres grupos que recibieron lidocaína. Tampoco se encontró diferencia con relación al peso de los
Grupo
Dosis de
Lidocaína
Indivi-
duos
Promedio de Duración de
anestesia
A
0mg/kg
9
01:11:20
B
8mg/kg
9
01:49:27
C
12mg/kg
9
01:39:47
D
16mg/kg
9
01:29:40
pág. 949
individuos; ya que, se observaron individuos livianos y pesados con valores bajos durante toda la
anestesia.
Gráfico 3 Relación entre la duración de la anestesia y el peso de los grupos experimentales
A diferencia de la respiración, la frecuencia cardíaca sí presenta diferencias entre los tres grupos, pero
únicamente se detecta interacción del peso y la dosis en el grupo C (P<0.1) (gráfico 4). Cabe mencionar
que entre los efectos adversos de la lidocaína se menciona depresión del sistema cardiovascular
(vasodilatación periférica y contracción miocárdica) y sistema nervioso central (excitación y
convulsiones) (Welsh, 2009). Durante la práctica no se observó ningún cambio o signo relacionado a
intoxicación por lidocaína. Según The European Agency for the Evaluation of Medical Products (2000),
(EMEA por sus siglas en inglés) la LD₅₀ (Dosis letal 50) de lidocaína en ratas, administrado por vía oral
y subcutánea es de 200 a 400 mg/kg y vía intramuscular hasta 260 mg/kg. Por lo tanto, se asume que el
cambio es por idiosincrasia de cada individuo.
pág. 950
Gráfico 4 Relación entre el peso de los individuos experimentales y la frecuencia cardíaca
La acción principal de la lidocaína es en los canales de sodio. También tiene efecto sobre otros como
los receptores NMDA, canales de calcio y potasio. El bloqueo de estos reduce los impulsos de las fibras
C, encargadas del dolor visceral y tiene la capacidad de disminuir la sustancia P, encargada de estimular
los nociceptores (Moreno & Prada, 2004; Barros, Machado y Kimiki, 2010). Por tanto, de la aplicación
de lidocaína por vía intraperitoneal se puede afirmar lo siguiente: 1) bloquea los nervios peritoneal y
visceral, responsables del dolor nociceptivo; y, 2) tiene efecto antiinflamatorio y analgésico (Abu-Zaid
et al., 2021). Se atribuye a que no se observaron cambios en la frecuencia respiratoria de los individuos
estudiados.
CONCLUSIÓN
La lidocaína es un buen coadyuvante en la anestesia, que sí prolonga el tiempo de duración de la
anestesia según el momento en el que sea aplicado. También, prolonga el tiempo de recuperación
anestésica si es aplicada de forma tardía, lo cual puede ser perjudicial para el individuo. Existen otros
factores que pueden alterar el tiempo de recuperación como lo son: la edad y el sexo de los individuos;
factores que no fueron tomados en cuenta en este estudio. Tampoco se realizaron estudios sanguíneos
preoperatorios a los individuos, previo a someterlos a anestesia; otro factor que puede alterar el tiempo
de recuperación en los individuos.
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Sin un registro previo o sugerencia de dosis de lidocaína por vía intraperitoneal, específicas por especie,
las utilizadas en los individuos fueron efectivas. En el estudio no se detectó diferencia significativa entre
la recuperación de las tres dosis utilizadas, únicamente con el grupo control. Las dosis seleccionadas
para el estudio no exhibieron signos de toxicidad durante y posanestésica, demostrado a partir de los
parámetros fisiológicos evaluados. Después de evaluadas, estas dosis son seguras para ser utilizadas por
el médico veterinario clínico y se recomienda someter a evaluación nuevas dosis.
Agradecimientos
Agradezco a la Unidad de Vida Silvestre de la Universidad de San Carlos de Guatemala, por
proporcionar los individuos para este proyecto y por el apoyo continuo durante este tiempo para llevar
a cabo la investigación. Así mismo, agradezco al PhD. Federico Villatoro por la asesoría en el análisis
de resultados y al PhD. Dennis Guerra Centeno por su asesoría en el trabajo escrito.
REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS
Abu-Zaid, A., Baradwan, S., Himayda, S., Badghish, E., Saeed, M., Talat, N., Almatrafi, R., Bahathiq,
F., Alomar, O., Abdulrahman, I., & Salem, H. (2021). Intraperitoneal lidocaine instillation
during abdominal hysterectomy: A systematic review and meta-analysis of randomized placebo-
controlled trials. Journal of Gynecology Obstetrics and Human Reproduction, 50(10), 102-226.
https://doi:10.1016/j.jogoh.2021.102226
Alegría Bernal, C. M. (2024). La Norma Iso 21001 Y Su Aplicación En El Ámbito De La Educación
Superior. Estudios Y Perspectivas Revista Científica Y Académica , 4(2), 374–389.
https://doi.org/10.61384/r.c.a.v4i2.228
Barros, C., Machado, A., Kimiko, R. (2012). Intraoperative Intravenous Lidocaine. Revista Brasileira
de Anestesiología, 60(3), 325-333. https://doi:10.1016/S0034-7094(10)70041-6
Bigelow, L. J., Pope, E. K., MacDonald, D. S., Rock, J. E., & Bernard, P. B. (2023). Getting a handle
on rat familiarization: The impact of handling protocols on classic tests of stress in Rattus
norvegicus. Laboratory Animals, 57(3). https://doi.org/10.1177/00236772221142687
Buitrago, S., Martin, T. E., Tetens-Woodring, J., Belicha-Villanueva, A., & Wilding, G. E. (2008).
Safety and efficacy of various combinations of injectable anesthetics in BALB/c mice. Journal
pág. 952
of the American Association for Laboratory Animal Science, 47(1), 11-17.
https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/18210992/
Carpenter, J., & Marion, C. (2018). Exotic Animal Formulary. St. Louis: ELSEVIER.
Da Silva Santos , F., & López Vargas , R. (2020). Efecto del Estrés en la Función Inmune en Pacientes
con Enfermedades Autoinmunes: una Revisión de Estudios Latinoamericanos. Revista
Científica De Salud Y Desarrollo Humano, 1(1), 46–59. https://doi.org/10.61368/r.s.d.h.v1i1.9
EMEA (1999). Committee for Veterinary Medicinal Products: Lidocaine. European Medicine Agency.
https://www.ema.europa.eu/en/documents/mrl-report/lidocaine-summary-report-committee-
veterinary-medicinal-products_en.pdf
Firmawati, A. (2018). Innovation In Breeding, Production, And Marketing Rattus Norvegicus As The
Experimental Animal Laboratory. Journal of Innovation and Applied Technology, 4(2), 723-
726. http://dx.doi.org/10.21776/ub.jiat.2018.004.02.1
Fernández C., F. (2024). Determinación De Erodabilidad En Áreas De Influencia Cuenca Poopo Región
Andina De Bolivia. Horizonte Académico, 4(4), 63–78. Recuperado a partir de
https://horizonteacademico.org/index.php/horizonte/article/view/19
Gargiulo, S., Greco, A., Gramanzini, M., Esposito, S., Affuso, A., Brunetti, A., & Vesce, G. (2012).
Mice anesthesia, analgesia, and care, Part I: anesthetic considerations in preclinical research.
ILAR journal, 53(1), 55-69. https://doi.org/10.1093/ilar.53.1.55
Gallegos Medina, S. L. (2024). Desarrollo Sociocultural durante la Primera Infancia desde una
Perspectiva Psicológica. Emergentes - Revista Científica, 4(1), 12–21.
https://doi.org/10.60112/erc.v4i1.86
Handayani, E. S., Nugraha, Z. S., & Kuswati, K. (2020). P53 expression in ischemic rat models after
the administration of ketamine and ketamine-xylazine. Pharmaciana, 10(1), 89.
http://dx.doi.org/10.12928/pharmaciana.v10i1.13451
Hou, C. Y., & Protopopova, A. (2022). Rats as pets: Predictors of adoption and surrender of pet rats
(Rattus norvegicus domestica) in British Columbia, Canada. Plos one, 17(2).
https://doi.org/10.1371/journal.pone.0264262
pág. 953
Hulme-Beaman, A., Orton, D., & Cucchi, T. (2021). The origins of the domesticated brown rat (Rattus
norvegicus) and its pathways to domestication. Animal Frontiers, 11(3), 78-86.
https://doi.org/10.1093/af/vfab020
Imani, A., Rajani, S. F., Rakhshan, K., Faghihi, M., Nemati, M., & Parsazadegan, T. (2022). The role
of nitric oxide on the antiarrhythmic effects of ketamine/xylazine in a rat model of acute cardiac
ischemia-reperfusion. Current Research in Physiology, 5, 302-311.
https://doi.org/10.1016/j.crphys.2022.06.008
Kindler y Yost. (2005). Two-Pore Domain Potassium Channels: New Sites of Local Anesthetic Action
and Toxicity. Regional Anesthesia and Pain Medicine, 30(3), 260–274.
https://doi:10.1016/j.rapm.2004.12.001
Miller, E., & Fowler, M. (2015). Fowler's Zoo and Wild Animal Medicine. Missouri: ELSEVIER.
Miyoshi, H., Kato, T., Nakamura, R., Saeki, N., Noda, Y., Kamiya, S., Morio, A & Tsutsumi, Y. (2020)
Pharmacokinetics of intraperitoneal and subcutaneous levobupivacaine in anesthetized rats.
Japanese Society of Anesthesiologists, 35, 168-174. https://doi.org/10.1007/s00540-020-02883-
8
Modlinska, K., & Pisula, W. (2020). The Norway rat, from an obnoxious pest to a laboratory pet. Elife,
9. https://doi.org/10.7554/eLife.50651
Moreno, C., & Prada, D. M. (2004). Fisiopatología del dolor clínico. Asociación Colombiana de
Neurología. http://www.acnweb.org/guia/g3cap2.pdf
Montes López, V. (2023). Socioeconomic Inequalities in Health: A Challenge for Equity. Revista
Veritas De Difusão Científica, 4(1), 18–29. https://doi.org/10.61616/rvdc.v4i1.35
Medina Nolasco, E. K., Mendoza Buleje, E. R., Vilca Apaza, G. R., Mamani Fernández, N. N., & Alfaro
Campos, K. (2024). Tamizaje de cáncer de cuello uterino en mujeres de una región Andina del
Perú. Arandu UTIC, 11(1), 50–63. https://doi.org/10.69639/arandu.v11i1.177
Ploss, A., & Kapoor, A. (2020). Animal models of hepatitis C virus infection. Cold Spring Harbor
Perspectives in Medicine, 10(5). https://doi.org/10.1101/cshperspect.a036970
Plumb, D. (2011). Veterinary Drug Handbook. Minnesota: Peregrine Graphics Services St. Paul
pág. 954
Prando, S., Carneiro, C. D. G., Otsuki, D. A., & Sapienza, M. T. (2019). Effects of ketamine/xylazine
and isoflurane on rat brain glucose metabolism measured by 18F‐fluorodeoxyglucose‐positron
emission tomography. European Journal of Neuroscience, 49(1), 51-61.
https://doi.org/10.1111/ejn.14252
Ramirez-Paesano CR, Juanola, A., Gilete, V., Oliver, B., Rodiera, C., Rodiera, J., Santaliestra, J. &
Mora, F. (2020). Opioid-Free Anesthesia Plus Postoperative Management Focused on Anti-
Hyperalgesia Approach in Patients with Joint Hypermobility Syndrome Undergoing Occipital-
Cervical Fixation: A Narrative Review and Authors' Perspective. Neurology Research &
Surgery, 3(1), 1-11. https://doi:10.33425/2641-4333.1030
Smith, J. R., Bolton, E. R., & Dwinell, M. R. (2019). The rat: a model used in biomedical research. Rat
Genomics, 1-41. https://doi.org/10.1007/978-1-4939-9581-3_1
Shoyaib, A., Archie, S. & Karamyan, V. (2020) Intraperitoneal Route of Drug Administration: Should
it Be Used in Experimental Animal Studies?. Pharm Res 37(12).
https://doi.org/10.1007/s11095-019-2745-x
Średniawa, W., Wróbel, J., Kublik, E., Wójcik, D. K., Whittington, M. A., & Hunt, M. J. (2021).
Network and synaptic mechanisms underlying high frequency oscillations in the rat and cat
olfactory bulb under ketamine-xylazine anesthesia. Scientific Reports, 11(1), 6390.
https://doi.org/10.1038/s41598-021-85705-5
Tsukamoto, A., Serizawa, K., Sato, R., Yamazaki, J., & Inomata, T. (2015). Vital signs monitoring
during injectable and inhalant anesthesia in mice. Experimental animals, 64(1), 57-64.
https://doi.org/10.1538/expanim.14-0050
Vargas, J. J. (2020). Parámetros fisiológicos y metabólicos de la rata de laboratorio (Rattus norvegicus).
Revista Médica Basadrina, 14(2), 64-68.
https://doi.org/10.33326/26176068.2020.2.1016
Welsh, L. (2009). Anasthesia for Veterinary Nurses. United Kingdom: John Wiley & Sons, Ltd.
Wenger, S. (2012). Anesthesia and analgesia in rabbits and rodents. Journal of exotic pet medicine,
21(1), 7-16. https://doi.org/10.1053/j.jepm.2011.11.010
pág. 955
West, G., Heard, D., & Caulkett, N. (2014). Zoo Animal and Wildlife Inmobilization and Anesthesia.
Iowa: Wiley Blackwell.
Żakowski, W. (2020). Animal use in neurobiological research. Neuroscience, 433, 1-10.
https://doi.org/10.1016/j.neuroscience.2020.02.049
Zeballos , F. (2024). Shock Séptico en Terapia Intensiva Adulto del Hospital San Juan de Dios de la
Ciudad de Tarija: Revista Científica de Salud y Desarrollo Humano. Revista Científica De Salud
Y Desarrollo Humano, 5(2), 179–191. https://doi.org/10.61368/r.s.d.h.v5i2.128