pág. 10851
IDENTIFICACIÓN DE BACILOS GRAM NEGATIVOS
PRODUCTORES DE CARBAPENEMASAS EN HECES
DE FELIS CATUS
IDENTIFICATION OF GRAM-NEGATIVE BACILLI
PRODUCING CARBAPENEMASES IN FECES OF FELIS CATUS
Isis Gabriela Diaz Sánchez
Universidad Técnica de Machala
Robert Gustavo Sánchez Prado
Universidad Técnica de Machala
Matilde Lorena Zapata Saavedra
Universidad Técnica de Machala
Silvia Julissa Sánchez Arrobo
Universidad Técnica de Machala
pág. 10852
DOI: https://doi.org/10.37811/cl_rcm.v8i6.15813
Identificación de Bacilos Gram Negativos productores de Carbapenemasas en
heces de Felis catus
Isis Gabriela Diaz Sánchez1
idiaz_est@utmachala.edu.ec
https://orcid.org/0009-0009-5652-8625
Universidad Técnica de Machala Programa de
Maestría en Medicina Veterinaria mención
Clínica y Cirugía de Pequeñas Especies
Robert Gustavo Sánchez Prado
rgsanchez@utmachala.edu.ec
https://orcid.org/0000-0002-1611-8201
Universidad Técnica de Machala Programa de
Maestría en Medicina Veterinaria mención
Clínica y Cirugía de Pequeñas Especies
Matilde Lorena Zapata Saavedra
mlzapata@utmachala.edu.ec
https://orcid.org/0000-0002-8046-4328
Universidad Técnica de Machala Programa de
Maestría en Medicina Veterinaria mención
Clínica y Cirugía de Pequeñas Especies
Silvia Julissa Sánchez Arrobo
Julysanchez1101@gmail.com
https://orcid.org/0009-0007-1421-6098
Universidad Técnica de Machala Programa de
Maestría en Medicina Veterinaria mención
Clínica y Cirugía de Pequeñas Especies
RESUMEN
Las carbapenemasas (CP) son enzimas β-lactamasas con alta capacidad hidrolítica, capaces de degradar
penicilinas, cefalosporinas, monobactámicos y carbapenémicos, reduciendo significativamente la eficacia
de los antibióticos β-lactámicos. Este estudio evaluó la prevalencia de bacilos Gram negativos productores
de carbapenemasas (CPBGN) en gatos domésticos de Ecuador, un tema escasamente explorado en la
región.
Se analizaron hisopados rectales de 120 gatos atendidos en tres clínicas veterinarias de Machala entre los
meses de octubre del 2023 a marzo del 2024. Las muestras fueron procesadas utilizando medio
cromogénico CHROMagar™ KPC y las bacterias identificadas mediante pruebas bioquímicas y el sistema
Enterosystem 18R. Además, se aplicó una encuesta estructurada para evaluar factores de riesgo asociados
a la colonización por CPBGN.
Los resultados revelaron una prevalencia del 7,5% de CPBGN, identificándose cepas de Escherichia coli,
Klebsiella spp., Citrobacter spp., Acinetobacter spp. y Pseudomonas spp. Nueve cepas mostraron
resistencia a imipenem y meropenem. Los análisis estadísticos indicaron que la automedicación y la
coprofagia fueron factores de riesgo significativamente asociados con la colonización por CPBGN (p <
0,05). En contraste, otros factores como el tratamiento prolongado con antibióticos, hospitalización y
consumo de carne cruda no mostraron asociaciones significativas (p > 0,05).
Dado que los carbapenémicos son "antibióticos de último recurso", su eficacia está en riesgo debido a la
transferencia horizontal de genes de resistencia mediante plásmidos y transposones. Este estudio resalta la
necesidad de implementar sistemas de vigilancia para monitorear la resistencia antimicrobiana en animales
de compañía, así como de realizar investigaciones adicionales sobre los factores que promueven la
colonización por bacterias productoras de carbapenemasas en gatos domésticos.
Palabras clave: carbapenémicos, carbapenemasas, resistencia bacteriana, factores de riesgo
1
Autor principal
Correspondencia: idiaz_est@utmachala.edu.ec
pág. 10853
Identification of Gram-Negative Bacilli Producing Carbapenemases in Feces
of Felis catus
ABSTRACT
Carbapenemases (CP) are β-lactamase enzymes with high hydrolytic capacity, capable of degrading
penicillins, cephalosporins, monobactams, and carbapenems, significantly reducing the efficacy of β-
lactam antibiotics. This study evaluated the prevalence of carbapenemase-producing Gram-negative bacilli
(CPGNB) in domestic cats from Ecuador, a topic scarcely explored in the region.
Rectal swabs were collected from 120 cats treated at three veterinary clinics in Machala between October
2023 and March 2024. Samples were processed using CHROMagar™ KPC chromogenic medium, and
bacteria were identified through biochemical tests and the Enterosystem 18R system. Additionally, a
structured survey was conducted to assess risk factors associated with CPGNB colonization.
The results revealed a 7.5% prevalence of CPGNB, identifying strains of Escherichia coli, Klebsiella spp.,
Citrobacter spp., Acinetobacter spp., and Pseudomonas spp.. Nine strains exhibited resistance to imipenem
and meropenem. Statistical analysis indicated that self-medication and coprophagy were significant risk
factors associated with CPGNB colonization (p < 0.05). In contrast, other factors such as prolonged
antibiotic treatment, hospitalization, and raw meat consumption did not show significant associations (p >
0.05).
Given that carbapenems are "last-resort antibiotics," their efficacy is at risk due to the horizontal transfer
of resistance genes through plasmids and transposons. This study highlights the need to implement
surveillance systems to monitor antimicrobial resistance in companion animals and to conduct further
research on the factors promoting colonization by carbapenemase-producing bacteria in domestic cats.
Keywords: carbapenems, carbapenemases, bacterial resistance, risk factors
Artículo recibido 10 diciembre 2024
Aceptado para publicación: 30 diciembre 2024
pág. 10854
INTRODUCCIÓN
Las carbapenemasas (CP) son enzimas ß-lactamasas con una notable capacidad hidrolítica, capaces de
degradar penicilinas, cefalosporinas, monobactámicos y carbapenémicos. Las bacterias que producen estas
enzimas pueden causar infecciones graves, ya que la acción de la carbapenemasa reduce significativamente
la eficacia de numerosos antibióticos ß-lactámicos (Queenan & Bush, 2007).
Entre las carbapenemasas se encuentran enzimas clasificadas en las clases Ambler A, que incluyen la
presencia de serina en el centro activo (como los tipos KPC); clase B, conocidas como metalo-β-lactamasas,
que requieren zinc para su actividad (incluyendo VIM, IMP y, más recientemente, NDM); y clase D (OXA-
48), que presenta una capacidad variable para hidrolizar carbapenémicos. Exceptuando a OXA-48, estas
enzimas confieren una resistencia significativa frente a la mayoría de los antibióticos β-lactámicos, como
penicilinas y cefalosporinas (Tato et al., 2016).
Las carbapenemasas de clase A destacan por su amplia diversidad y distribución. Estas enzimas poseen la
capacidad de hidrolizar carbapenémicos, cefalosporinas, penicilinas y aztreonam, siendo detectadas tanto
en enterobacterias como en bacilos Gram negativos no fermentadores (Vera et al., 2017). En el contexto de
la resistencia a los antimicrobianos (RAM), los bacilos Gram negativos (GNB) se están convirtiendo en un
desafío crítico debido a su creciente resistencia frente a la mayoría de los antibióticos, incluidos los
carbapenémicos (Blair et al., 2014).
Algunas Enterobacterias productores de carbapenemasas (CPE), como Klebsiella pneumoniae, muestran
resistencia no solo a todos los antibióticos β-lactámicos, sino también a la mayoría de las demás clases de
antimicrobianos (Nordmann et al., 2012). El aumento continuo de la incidencia de carbapenemasas en
hospitales, comunidades y el medio ambiente subraya la necesidad de optimizar su detección en el
laboratorio clínico. Para ello, se dispone de diversos métodos fenotípicos, moleculares y bioquímicos
(Hammoudi et al., 2014). Dado que los pacientes colonizados por bacterias CPE representan una fuente
significativa de transmisión en entornos de atención sanitaria (Calfee & Jenkins, 2008), la identificación de
estos patógenos a través de hisopados rectales se ha convertido en una práctica cada vez más común (Tato
et al., 2016; Panagea et al., 2011).
Desde 2009, se han reportado CPE en animales de compañía, aunque los métodos empleados en los
diferentes estudios presentan variaciones significativas. La prueba de susceptibilidad antimicrobiana (AST)
pág. 10855
se ha consolidado como la herramienta principal para identificar aislamientos de CP asociados con
infecciones clínicas, mientras que los medios de cultivo selectivos son comúnmente utilizados para detectar
aislamientos comensales. Cabe resaltar que la mayoría de los organismos CP aislados de mascotas están
clasificados como de "prioridad crítica" en la lista de patógenos prioritarios de la Organización Mundial de
la Salud (OMS). Este hecho subraya la urgente necesidad de implementar sistemas de vigilancia eficientes
y métodos de detección precisos para caracterizar los mecanismos de resistencia a carbapenémicos en estas
especies (WHO, 2002).
El contacto cercano entre los gatos y sus propietarios crea un ambiente propicio para la transmisión de
patógenos zoonóticos, que puede ocurrir tanto de manera directa (por ejemplo, a través de caricias, lamidos
o heridas) como indirecta (como resultado de la contaminación de alimentos o del entorno) (Damborg et
al., 2016).
Los carbapenémicos son considerados "antibióticos de último recurso" para el tratamiento de infecciones
causadas por bacterias Gram-negativas (GNB) resistentes a múltiples fármacos (Patel & Bonomo, 2013).
Las CPE revisten una importancia epidemiológica significativa debido a que los genes que codifican estas
enzimas están presentes en elementos genéticos móviles, como plásmidos, transposones e integrones, lo
que facilita su transferencia horizontal entre bacterias (Ansari et al., 2018). Para garantizar tratamientos
efectivos y prevenir la propagación de la resistencia a carbapenémicos en humanos, animales y en el medio
ambiente, es fundamental que los veterinarios realicen evaluaciones periódicas sobre la prevalencia de
bacterias resistentes a estos antimicrobianos. Sin embargo, los conceptos integrales disponibles en el ámbito
veterinario siguen siendo limitados (Mader et al., 2021).
Pocos estudios han explorado la presencia de bacilos Gram negativos productores de carbapenemasas
(CPBGN) en gatos domésticos de Ecuador, y no se han identificado investigaciones previas que analicen
los factores de riesgo asociados a la colonización por estos microorganismos en esta especie. Por ello, los
objetivos de este estudio fueron determinar, mediante metodología fenotípica, la frecuencia porcentual de
cepas de CPBGN en hisopados rectales de Felis catus y evaluar los factores de riesgo relacionados con su
colonización.
pág. 10856
MATERIALES Y MÉTODOS
En este estudio, se seleccionaron 120 gatos que recibieron atención veterinaria en tres clínicas veterinarias
de Machala, Ecuador, entre octubre de 2023 a marzo de 2024. Se tomaron muestras mediante hisopados
rectales, los cuales fueron transportados en medio Stuart y almacenados a 4 °C en un refrigerador
(Indurama, modelo RI-405CD, Ecuador), hasta su posterior procesamiento en el Laboratorio de
Microbiología de la Universidad Técnica de Machala. Las muestras obtenidas fueron sembradas en medio
de cultivo cromogénico (CHROMagar TM KPC) utilizando el método de estrías compuestas, un medio
selectivo que facilita la detección cualitativa directa de la colonización gastrointestinal por bacterias
productores de carbapenemasas al inhibir el crecimiento de otros microorganismos. Las cajas Petri fueron
incubadas a 35 ± 2 °C durante 18-24 horas en una incubadora microbiológica (Becktron, modelo BKI–45L,
India).
Identificación Bacteriana
Las colonias desarrolladas en el agar cromogénico (CHROMagar™ KPC) se transfirieron a un medio no
selectivo para realizar las pruebas bioquímicas de oxidasa y catalasa, así como una tinción de Gram para
su caracterización. Además, se llevó a cabo la prueba TSI con el objetivo de determinar su capacidad para
fermentar carbohidratos.
El procedimiento variaba según las características de los bacilos Gram negativos:
Para los bacilos Gram negativos, oxidasa negativa y fermentadores de algún carbohidrato en la prueba de
TSI, se preparó una dilución en solución salina estéril, la cual se depositó en los pocillos del Enterosystem
18R. Las muestras fueron incubadas a 36 ± 1 °C, siguiendo estrictamente las indicaciones del fabricante, la
galería Enterosystem 18R, un sistema que permite identificar diversas especies de Enterobacteriaceae,
como Escherichia spp., Enterobacter spp., Klebsiella spp., Proteus spp., Salmonella spp., Citrobacter spp.,
Arizona spp., Yersinia spp. y Serratia spp
En el caso de los bacilos Gram negativos, oxidasa variable y no fermentadores de carbohidratos en la prueba
de TSI, se realizó la siembra en medios de cultivo específicos como agar cetrimide, MacConkey y SIM.
Posteriormente, las muestras se incubaron a 36 ± 1 °C, siguiendo las instrucciones proporcionadas por el
fabricante.
pág. 10857
La prueba de susceptibilidad antimicrobiana por el método de Kirby Bauer se realizó diluyendo las cepas
a una turbidez de 1.5 x 10^8 según el estándar de MacFarland en un densitómetro (Biosan, Den 1, Letonia).
Luego, se llevó a cabo el test de susceptibilidad antimicrobiana utilizando el método de Kirby-Bauer en
Agar Mueller Hinton, conforme a las directrices del Clinical and Laboratory Standards Institute (CLSI -
M100 - Performance Standards for Antimicrobial Susceptibility Testing | GlobalSpec, s.f.). Los antibióticos
utilizados fueron Imipenem (10 μg) y Meropenem (10 μg). Las zonas de inhibición se interpretaron según
los diámetros: < 20 mm para Imipenem y Meropenem (MEM), lo que indica la presencia de bacterias
productoras de carbapenemasas (CLSI, 2023).
Factores de riesgo y análisis estadístico
Se evaluaron posibles factores de riesgo mediante una encuesta estructurada que incluía preguntas
dicotómicas (Sí/No) relacionadas con prácticas y antecedentes específicos, tales como la automedicación,
tratamiento prolongado con antibióticos, hospitalización, antecedentes de cirugía, contacto con otros
animales, consumo de carne cruda y la presencia de familiares hospitalizados en el entorno cercano. La
validez de la encuesta fue asegurada a través de su revisión por un panel de expertos, quienes garantizaron
la pertinencia y claridad de las preguntas. Además, todos los participantes fueron debidamente informados
sobre el propósito y alcance del estudio, en conformidad con los principios éticos establecidos.
El análisis de los datos se realizó utilizando el software SPSS (versión 25.0) para identificar factores de
riesgo asociados con la presencia de BLLE. Se empleó la prueba estadística de chi-cuadrado para
determinar la relación entre las variables, considerando como estadísticamente significativas aquellas con
un valor de p inferior a 0.05.
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
En el agar cromogénico (CHROMagar™ KPC), se identificaron un total de 44 colonias. De estas, 15
presentaron un color crema opaco, compatibles con Acinetobacter, y 2 mostraron un color translúcido,
compatibles con Pseudomonas (Tabla I y Fig. 1).
Por otro lado, 12 colonias de color azul metálico y 15 colonias de color rojo fueron analizadas mediante el
sistema bioquímico Enterosystem 18R. Los resultados indicaron la presencia de E. coli, Klebsiella y
Citrobacter (Tabla I).
pág. 10858
La Tabla I presenta la caracterización de bacilos Gram negativos y su perfil de susceptibilidad
antimicrobiana frente a imipenem (10 µg) y meropenem (10 µg) mediante la prueba de Kirby-Bauer. Los
resultados incluyen el código, características fenotípicas, capacidad fermentadora, identificación bacteriana
y tamaño de zonas de inhibición de crecimiento.
Figura 1. Crecimiento de colonias de color azul metálico en agar cromogénico (CHROMagar™ KPC),
indicativo de cepas de Klebsiella productoras de carbapenemasa (CP).
pág. 10859
Tabla I. Caracterización de bacilos Gram-negativos y análisis de susceptibilidad antimicrobiana mediante la prueba de Kirby-Bauer con discos de imipenem (10
µg) y meropenem (10 µg)
Código de
colonia
Color de
Colonia
Morfología Gram
Fermentador de
Azúcar
Bacteria
IMP
(10ug)
MEM
(10ug)
Resultado:
S ≥ 23
S ≥ 23
Positivo
R < 20
R < 20
Negativo
6
Crema opaco
Bacilo Gram
Negativo
No fermentador
Acinetobacter
22 mm
30 mm
Negativo
9
Azul Metálico
Bacilo Gram
Negativo
Fermentador
Klebsiella
27 mm
25 mm
Negativo
10
Azul Metálico
Bacilo Gram
Negativo
Fermentador
Klebsiella
29 mm
29 mm
Negativo
14
Crema opaco
Bacilo Gram
Negativo
No fermentador
Acinetobacter
34 mm
23 mm
Negativo
15
Azul Metálico
Bacilo Gram
Negativo
Fermentador
Klebsiella
32 mm
29 mm
Negativo
16
Azul Metálico
Bacilo Gram
Negativo
Fermentador
Klebsiella
24 mm
20 mm
Negativo
17
Crema opaco
Bacilo Gram
Negativo
No fermentador
Acinetobacter
17 mm
14 mm
Positivo
32
Roja
Bacilo Gram
Negativo
Fermentador
E. coli
25 mm
23 mm
Negativo
34
Crema opaco
Bacilo Gram
Negativo
No fermentador
Acinetobacter
27 mm
26 mm
Negativo
pág. 10860
35
Roja
Bacilo Gram
Negativo
Fermentador
E. coli
31 mm
28 mm
Negativo
37
Roja
Bacilo Gram
Negativo
Fermentador
E. coli
30 mm
31 mm
Negativo
40
Crema opaco
Bacilo Gram
Negativo
No fermentador
Acinetobacter
27 mm
29 mm
Negativo
41
Roja
Bacilo Gram
Negativo
Fermentador
E. coli
24 mm
26 mm
Negativo
43
Roja
Bacilo Gram
Negativo
Fermentador
E. coli
33 mm
27 mm
Negativo
44
Roja
Bacilo Gram
Negativo
Fermentador
E. coli
31 mm
29 mm
Negativo
45
Azul Metálico
Bacilo Gram
Negativo
Fermentador
Klebsiella
29 mm
31 mm
Negativo
49
Crema opaco
Bacilo Gram
Negativo
No fermentador
Acinetobacter
21 mm
20 mm
Negativo
50
Crema opaco
Bacilo Gram
Negativo
No fermentador
Acinetobacter
23 mm
29 mm
Negativo
56
Roja
Bacilo Gram
Negativo
Fermentador
E. coli
28 mm
36 mm
Negativo
57
Azul Metálico
Bacilo Gram
Negativo
Fermentador
Klebsiella
23 mm
28 mm
Negativo
59
Azul Metálico
Bacilo Gram
Negativo
Fermentador
Citrobacter
28 mm
20 mm
Negativo
pág. 10861
62
Roja
Bacilo Gram
Negativo
Fermentador
E. coli
36 mm
24 mm
Negativo
75
Crema opaco
Bacilo Gram
Negativo
No fermentador
Acinetobacter
30 mm
25 mm
Negativo
79
Crema opaco
Bacilo Gram
Negativo
No fermentador
Acinetobacter
25 mm
30 mm
Negativo
80
Azul Metálico
Bacilo Gram
Negativo
Fermentador
Klebsiella
19 mm
37mm
Negativo
85
Roja
Bacilo Gram
Negativo
Fermentador
E. coli
20 mm
20 mm
Negativo
86
Roja
Bacilo Gram
Negativo
Fermentador
E. coli
30 mm
23 mm
Negativo
88
Crema
translúcido
Bacilo Gram
Negativo
No fermentador
Pseudomona
18 mm
17 mm
Positivo
90
Crema
translúcido
Bacilo Gram
Negativo
No fermentador
Pseudomona
16 mm
18 mm
Positivo
91
Crema opaco
Bacilo Gram
Negativo
No fermentador
Acinetobacter
21 mm
29 mm
Negativo
92
Azul Metálico
Bacilo Gram
Negativo
Fermentador
Klebsiella
28 mm
26 mm
Negativo
97
Roja
Bacilo Gram
Negativo
Fermentador
E. coli
15 mm
29 mm
Negativo
98
Crema opaco
Bacilo Gram
Negativo
No fermentador
Acinetobacter
16 mm
15 mm
Positivo
pág. 10862
99
Crema opaco
Bacilo Gram
Negativo
No fermentador
Acinetobacter
18 mm
30 mm
Positivo
100
Roja
Bacilo Gram
Negativo
Fermentador
E. coli
24 mm
26 mm
Negativo
102
Roja
Bacilo Gram
Negativo
Fermentador
E. coli
14 mm
17 mm
Positivo
106
Crema opaco
Bacilo Gram
Negativo
No fermentador
Acinetobacter
27 mm
30 mm
Negativo
109
Crema opaco
Bacilo Gram
Negativo
No fermentador
Acinetobacter
19 mm
14 mm
Positivo
110
Azul Metálico
Bacilo Gram
Negativo
Fermentador
Klebsiella
16 mm
22 mm
Negativo
113
Crema opaco
Bacilo Gram
Negativo
No fermentador
Acinetobacter
19 mm
20 mm
Negativo
115
Azul Metálico
Bacilo Gram
Negativo
Fermentador
Klebsiella
30 mm
27 mm
Negativo
118
Roja
Bacilo Gram
Negativo
Fermentador
E. coli
6 mm
6 mm
Positivo
119
Roja
Bacilo Gram
Negativo
Fermentador
E. coli
22 mm
21 mm
Negativo
120
Azul Metálico
Bacilo Gram
Negativo
Fermentador
16 mm
15 mm
Positivo
La Tabla II presenta un análisis de 112 casos (9 positivos para CPBGN y 103 negativos), en los que se evaluaron diversos factores de riesgo potencialmente
asociados con la presencia de CPBGN. Los principales hallazgos son los siguientes:
pág. 10863
Coprofagia y automedicación: Ambos factores mostraron una asociación estadísticamente significativa con la presencia de CPBGN (𝑝 < 0.05). Aunque solo un
pequeño porcentaje de los casos positivos (11,1%) reportaron coprofagia y automedicación, este hallazgo destaca su posible relevancia como factores de riesgo.
Otros factores de riesgo, como tratamiento prolongado con antibióticos, hospitalización, cirugía, contacto con otros animales, consumo de carne cruda y ser familiar
de un paciente hospitalizado, no presentaron una asociación significativa (𝑝 > 0.05).
Tabla II. Asociación entre factores de riesgo y presencia de CPBGN
Factores de riesgo
CPBGN positivo (n=9, 100%)
CPBGN negativo (n=111, 100%)
p-valor
Coprofagia
Sí: 1 (11,1%)
Sí: 1 (0,9 %)
0,021
No: 8 (88,9%)
No: 110 (99,1 %)
Automedicación
Sí: 1 (11,1%)
Sí: 1 (0,9 %)
0,021
No: 8 (88,9%)
No: 110 (99,1 %)
Tratamiento prolongado de
antibióticos
Sí: 1 (11,1%)
Sí: 71 (64 %)
0,154
No: 8 (88,9%)
No: 40 (36 %)
Hospitalización
Sí: 6 (66,7%)
Sí: 54 (48,6 %)
0,323
No: 3 (33,3%)
No: 57 (51,4 %)
Cirugía
Sí: 3 (33,3%)
Sí: 23 (20,7 %)
0,504
No: 6 (66,7%)
No: 88 (79,3 %)
Contacto con otros animales
Sí: 5 (55,6%)
Sí: 65 (58,6 %)
0,777
No: 4 (44,4%)
No: 46 (41,4 %)
Consumo de carne cruda
Sí: 0 (0,0%)
Sí: 7 (6,3 %)
0,404
No: 9 (100,0%)
No: 104 (93,7%)
Familiar del entorno hospitalizado
Sí: 0 (0,0%)
Sí: 1 (0,9 %)
0,775
No: 9 (100,0%)
No: 110 (99,1 %)
pág. 10864
CPBGN (Bacilos Gran Negativos Productores de Carbapenemasas)
El número de animales mantenidos como mascotas ha aumentado significativamente en las últimas
décadas; actualmente (Beetz et al., 2012). Los gatos son una de las mascotas más comunes en los hogares,
destacándose como un animal de compañía. Sin embargo, la mayor interacción entre los gatos domésticos
y sus dueños crea condiciones favorables para la transmisión de patógenos resistentes, tanto por contacto
directo como indirecto (Damborg et al., 2017; Guardabassi et al., 2004). Varios estudios han investigado
los riesgos para la salud pública asociados con la transmisión de bacterias resistentes a los antimicrobianos
provenientes de los gatos (Pomba et al., 2017; Féria et al., 2001); sin embargo, los estudios que analizan
los factores de riesgo relacionados con la colonización de bacterias resistentes en estos animales son
escasos.
Los pacientes colonizados por CPBGN representan una fuente crucial de transmisión en los entornos
hospitalarios (Calfee et al., 2008). Esto ha llevado a la implementación cada vez más frecuente de pruebas
de detección, como el hisopado rectal, para identificar la portación de estos patógenos en diversas especies
animales (Tato et al., 2016; Panagea et al., 2011).
En nuestro estudio, se identificó una prevalencia del 7,5% de CPBGN en heces de Felis catus mediante una
metodología fenotípica. En comparación, un estudio realizado en Egipto, que analizó hisopados rectales de
perros y gatos, reportó una prevalencia de 65,2% en perros (43/66) y el 34,8% en gatos (23/66) de CPE. La
metodología diagnóstica empleada en dicho estudio incluyó la incubación nocturna en caldo de soya tríptico
con un disco de 10 μg de meropenem, seguida del cultivo en agar MacConkey suplementado con
meropenem (1 mg/L) además método de difusión en disco, prueba de microdilución en caldo, ensayo CNPt-
direct y PCR dirigida a la detección de genes de carbapenemasas (Tartor et al., 2024).
Los microorganismos productores de carbapenemasas identificados en este estudio incluyen bacilos Gram
negativos no fermentadores, como Acinetobacter y Pseudomonas, así como enterobacterias como
Escherichia coli, Klebsiella y Citrobacter. La resistencia a los carbapenémicos se ha documentado
predominantemente en bacterias Gram negativas. En Egipto, se han aislado cepas resistentes de Escherichia
coli y Klebsiella en perros y gatos (Tartor et al., 2024). En Australia, se reportó la presencia de Salmonella
enterica serotipo Typhimurium como comensal en un gato (Abraham et al., 2016). En Corea del Sur,
Escherichia coli resistente fue aislada de perros y gatos hospitalizados (Hong et al., 2020). Por último, en
pág. 10865
Alemania, se detectó Acinetobacter baumannii en caninos hospitalizados (Ewers et al., 2017). Estos
hallazgos subrayan la diversidad de bacterias Gram negativas productoras de carbapenemasa en distintas
especies animales y contextos geográficos.
Existen diversos medios de cultivo selectivos diseñados para la detección de CPBGN, como CHROMagar
y mSuperCARBA, que permiten identificar E. coli y diferenciar otros organismos resistentes a
carbapenémicos, como Pseudomonas spp. y Acinetobacter spp. No obstante, la elección adecuada de la
molécula de carbapenémico y su concentración en el medio sigue siendo un desafío, dado que las
concentraciones mínimas inhibitorias (CMI) varían según las combinaciones de carbapenemasas y
organismos presentes en el entorno clínico (Hinić et al., 2017; Nordmann et al., 2012).
Aunque se han desarrollado agares selectivos para tipos específicos de CPE, como CHROMagar KPC, y el
medio CHROMagar mSuperCARBA ha mostrado mejoras en la detección simultánea de diversos tipos de
carbapenemasas, ninguno de estos medios ha alcanzado consistentemente una sensibilidad y especificidad
superior al 90% para la detección general de CPE (García-Quintanilla et al., 2018). A pesar de estas mejoras,
se requieren más estudios a gran escala y con muestras clínicas para confirmar su eficacia en escenarios
reales de entornos hospitalarios.
En esta investigación se identificaron 4 cepas de Acinetobacter spp. resistentes a carbapenémicos, lo que
representa un 3.33% de las muestras analizadas. Un estudio realizado en Bangkok, Tailandia, reportó el
aislamiento de 46 cepas de Acinetobacter spp. a partir de muestras clínicas de rutina enviadas desde 10
hospitales o clínicas de animales pequeños al Laboratorio de Diagnóstico Veterinario de la Facultad de
Ciencias Veterinarias de la Universidad Chulalongkorn, entre abril de 2016 y junio de 2020. Todos los
aislamientos contenían el gen blaOXA-23 (Leelapsawas et al., 2022). En animales de compañía, las
infecciones por A. baumannii se ven favorecidas por factores como hospitalizaciones prolongadas,
intubación y anestesia, ventilación mecánica, cateterización urinaria, tratamiento previo con cefalosporinas,
cirugías previas e inmunosupresión (Kuzi et al., 2016).
La dieta basada en alimentos crudos ha sido identificada como un factor de riesgo para la proliferación de
E. coli, con estudios previos demostrando una mayor prevalencia de esta bacteria en estos alimentos en
comparación con los procesados (Freeman et al., 2013; Strohmeyer et al., 2006). Un estudio reportó que el
65.3% de las muestras de dietas BARF para mascotas dieron positivo para E. coli, lo que sugiere que el
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manejo intensivo de estos alimentos podría aumentar el riesgo de contaminación (Strohmeyer et al., 2006).
Además, la carne molida, comúnmente utilizada en estas dietas, es especialmente susceptible a la
contaminación microbiana debido a su procesamiento intensivo (Méndez et al., 2013). En la evaluación de
factores de riesgo mediante encuestas, se observó que ninguno de los 9 casos positivos para carbapenemasas
(0 %) había consumido carne cruda, mientras que 7 de los casos negativos reportaron este consumo. El
análisis estadístico reveló un valor de p = 0.404, lo que indica que no existe una asociación estadísticamente
significativa entre el consumo de carne cruda y los resultados positivos para carbapenemasas.
Las bacterias comensales, presentes en la mayoría de los alimentos de origen animal, como los provenientes
de ganado, peces y mariscos, exhiben resistencia a los antibióticos y tienen la capacidad de transferir genes
de resistencia a otras bacterias, incluidos los patógenos, a través de mecanismos de transferencia genética
horizontal. Los productos frescos, que a menudo se consumen crudos o con un procesamiento mínimo,
representan un riesgo significativo de adquisición de microorganismos resistentes a antibióticos
provenientes del entorno pecuario (Blau et al., 2018; Jung & Matthews, 2016).
El uso de carbapenémicos ha incrementado notablemente en la medicina humana debido al aumento de
bacterias Gram negativas multirresistentes. Como resultado, la mayor parte de la prescripción de
carbapenémicos se concentra en el ámbito humano, donde también se reportan con mayor frecuencia los
microrganismos productores de carbapenemasas. Sin embargo, la resistencia antimicrobiana no se limita
únicamente a los carbapenémicos o a otros betalactámicos, ya que diversas clases de antibióticos pueden
contribuir indirectamente a la selección de estas cepas productoras de carbapenemasas (Ashiru-Oredope et
al., 2012).
Aunque los carbapenémicos no se utilizan comúnmente en medicina veterinaria, se han reportado casos
emergentes de infección o colonización por enterobacterias productoras de carbapenemasas en perros y
gatos. La presencia de estas cepas en animales de compañía probablemente se debe a la transmisión desde
sus cuidadores, quienes tienen una mayor probabilidad de estar expuestos a antibióticos de amplio espectro,
en comparación con los propios animales. Un estudio realizado en una clínica veterinaria en Hessia,
Alemania, aisló Klebsiella pneumoniae subsp. pneumoniae (5 casos) y Escherichia coli (3 casos)
productoras de carbapenemasas en muestras obtenidas de seis perros. Según la anamnesis, estos pacientes
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no habían recibido tratamiento con carbapenémicos, lo que sugiere que la colonización podría haberse
originado en un entorno nosocomial (Stolle et al., 2013).
Aunque la transmisión bidireccional de CPE entre animales y humanos es teóricamente posible, hasta la
fecha se han identificado solo dos estudios que documentan dicha transmisión, confirmando la existencia
de la transmisión antropozoonótica o zooantroponótica (Wang et al., 2017; Hamza et al., 2016). La
presencia de CPE en perros, gatos y caballos, y su prevalencia en regiones como el norte de África, plantea
preocupaciones sobre los posibles mecanismos de transmisión, incluidos los efectos de la presión selectiva
por el uso de antibióticos, la contaminación ambiental o alimentaria, la transmisión de humanos a animales
y la posible diseminación en hospitales veterinarios (Yousfi et al., 2017).
El análisis estadístico del factor de riesgo asociado a la hospitalización en este estudio no reveló resultados
estadísticamente significativos (𝑝 > 0.05). Sin embargo, otros estudios han demostrado la transmisión de
una cepa productora de carbapenemasa de Pseudomonas aeruginosa entre un propietario de perro con
antecedentes de hospitalización y el propio animal, que presentaba otitis externa. Esta transmisión fue
confirmada por la coincidencia en las características genéticas y de resistencia (Fernandes et al., 2018). En
consecuencia, los seres humanos, incluidos los pacientes hospitalizados, los profesionales de la salud y el
personal veterinario, podrían actuar como portadores a largo plazo de CPBGN. El monitoreo de la
propagación de estas cepas en entornos veterinarios, los reservorios animales y las personas relacionadas
con los animales es esencial para desarrollar políticas efectivas de prevención y control (Leelapsawas et al.,
2022).
El uso prolongado de antibióticos en animales, particularmente en aquellos sometidos a cirugías, podría
estar relacionado con alteraciones en la microbiota fecal, lo que facilita la colonización por bacterias
resistentes (Davies et al., 2019; Vich et al., 2020). Aunque la administración de antibióticos profilácticos
es común, la presión selectiva ejercida por el uso excesivo de estos fármacos aumenta el riesgo de
diseminación de plásmidos asociados con la resistencia a antibióticos, lo que complica el tratamiento de
infecciones en medicina veterinaria (Paterson et al., 2005).
En Ecuador, aunque los datos sobre la prescripción de antibióticos en medicina veterinaria son limitados,
la experiencia sugiere que los antimicrobianos más comunes en la medicina de animales pequeños son
amoxicilina, fluoroquinolonas, cefalosporinas de tercera generación y tetraciclinas (Ortega et al., 2019).
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Este patrón de prescripción también ha sido reportado en otros estudios internacionales (Barzelai et al.,
2017; Van et al., 2018). La creciente prescripción de carbapenémicos en humanos, motivada por el aumento
de productores de BLEE y otros patógenos multirresistentes, subraya la necesidad de un control más
riguroso sobre su uso, ya que estos fármacos tienen el potencial de seleccionar indirectamente a los
productores de carbapenemasas en diferentes entornos clínicos (Ashiru et al., 2012).
CONCLUSIÓN
La identificación de bacilos Gram negativos productores de carbapenemasas (CPBGN) en heces de Felis
catus representa una contribución significativa al conocimiento sobre la resistencia antimicrobiana en
animales de compañía, un tema de creciente relevancia en el contexto de la salud pública y veterinaria. Este
estudio reveló una prevalencia del 7,5% de CPBGN en gatos domésticos de Ecuador, destacando la
presencia de especies bacterianas como Escherichia coli, Klebsiella spp., Citrobacter spp., Acinetobacter
spp. y Pseudomonas spp.
El uso de herramientas avanzadas como el medio cromogénico CHROMagar™ KPC y el sistema
Enterosystem 18R permitió una identificación precisa de estas bacterias, confirmando su capacidad de
resistencia a carbapenémicos como imipenem y meropenem. La correlación entre factores de riesgo, como
la automedicación y la coprofagia, y la colonización por CPBGN subraya la importancia de abordar las
prácticas de manejo en animales domésticos para mitigar la propagación de genes de resistencia.
El hallazgo de que otros factores, como el tratamiento prolongado con antibióticos y la hospitalización, no
mostraron asociaciones significativas, sugiere que la colonización por CPBGN en gatos podría estar más
influenciada por factores ambientales y comportamentales específicos. Además, la capacidad de estas
bacterias para transferir genes de resistencia mediante plásmidos y transposones plantea un desafío crítico
para la efectividad de los antibióticos de última línea en medicina humana y veterinaria.
Este estudio enfatiza la urgencia de implementar programas de vigilancia epidemiológica para monitorear
la resistencia antimicrobiana en animales de compañía y promover la educación sobre el uso responsable
de antibióticos. Asimismo, se requiere investigación adicional para comprender mejor los mecanismos de
diseminación y persistencia de CPBGN en el ambiente, con el fin de desarrollar estrategias efectivas para
su control.
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