AISLAMIENTO Y CARACTERIZACIÓN
MOLECULAR DE HONGOS RIZOSFÉRICOS
SOLUBIZADORES DE FÓSFORO ASOCIADOS A
LOS CULTIVOS DE TOMATE (SOLANUM
LYCOPERSICUM) Y ARROZ (ORIZA SATIVA)
ISOLATION AND MOLECULAR CHARACTERIZATION OF
PHOSPHORUS SOLUBILIZING RHIZOSPHERIC FUNGI
ASSOCIATED WITH TOMATO (SOLANUM LYCOPERSICUM)
AND RICE (ORIZA SATIVA) CROPS
Adriana Catalina Demera
Universidad de Guayaquil, Facultad de Ciencias Naturales
Telmo Ariel Escobar Troya
Universidad de Guayaquil, Facultad de Ciencias Naturales
José Alcides Flores Cedeño
Universidad de Guayaquil, Facultad de Ciencias Naturales
Ítalo Antonio Pincay
Universidad Laica Eloy Alfaro de Manabí
Katiuska Madelein López
Universidad de Guayaquil, Facultad de Ciencias Naturales
Omar Jacobo Montaño
Universidad de Guayaquil, Facultad de Ciencias Naturales
pág. 10974
DOI: https://doi.org/10.37811/cl_rcm.v8i6.15823
Aislamiento y caracterización molecular de hongos rizosféricos solubizadores
de fósforo asociados a los cultivos de tomate (Solanum lycopersicum) y arroz
(Oriza sativa)
Adriana Catalina Demera
1
adriana,demerama@ug.edu.ec
https://orcid.org/0000-0003-2102-2949
Universidad de Guayaquil, Facultad de Ciencias
Naturales
Guayaquil, Ecuador
Telmo Ariel Escobar Troya
telmo.escobart@ug.edu.ec
https://orcid.org/0000-0003-2227-9068
Universidad de Guayaquil, Facultad de Ciencias
Naturales
Guayaquil, Ecuador
José Alcides Flores Cedeño
jose,floresce@ug.edu.ec
https://orcid.org/0000-0003-2909-7849
Ítalo Antonio Pincay
italovich@gmail.com
https://orcid.org/0009-0008-6151-6613
Universidad Laica Eloy Alfaro de Manabí
Manta, Ecuador
Katiuska Madelein López
katiuska.lopezf@ug.edu.ec
https://orcid.org/0000-0002-9143-7333
Universidad de Guayaquil, Facultad de Ciencias
Naturales
Guayaquil, Ecuador
Omar Jacobo Montaño
Omar.montanos@ug.edu.ec
https://orcid.org/0009-0003-0778-3538
Universidad de Guayaquil, Facultad de Ciencias
Naturales
Guayaquil, Ecuador
RESUMEN
Los minerales, especialmente el fósforo es crucial para los suelos agrícolas; donde los hongos
solubilizadores de fosfato (HSF) tienen un rol muy importante en la biodisponibilidad de los nutrientes para
las plantas. Este trabajo se centró en el aislamiento y caracterización molecular de hongos rizosféricos
solubilizadores de fósforo; asociados a cultivos de tomate y arroz. Las cepas aisladas (HSPA 1, HSPT 1 y
HSPT4), se inocularon en medio de cultivo NBRIP sólido, con concentraciones de fosfato tricálcico al 1%,
0,50% y 0,10%. La capacidad de solubilización, se determinó por la aproximación del diámetro de
formación del halo hialino, frente al perímetro de marcado de las colonias fúngicas. El aislado HSPT4
(cultivo de tomate), demostró el índice mayor en la capacidad de solubilización (2,28 mm) con una
concentración de fósforo soluble de 15,50 ± 0,67 mg/L. Se observó una correlación positiva moderada entre
la concentración de fósforo y el pH final para concentraciones del 1 y 0,50%, mientras tanto; que para el
0,10% se registró una correlación más débil. La caracterización molecular, a partir de los códigos de barras
dirigidos a las regiones ITS 1 e ITS 4; demostró que las cepas aisladas fueron identificadas como HSPA1
(Talaromyces veerkampii); HSPT1 a Talaromyces versatilis y HSPT4 a Talaromyces purpureogenus. Aquí,
incorporamos la identificación molecular de dos cepas de hongos competentes (HSPA 1 y HSPT 1); para
solubilizar fósforo, este componente investigativo representa su primer reporte a nivel molecular en esta
región.
Palabras clave: talaromyces, fosfato tricálcico, ITS; NBRIP; hongos rizosféricos
1
Autor principal
Correspondencia: adriana,demerama@ug.edu.ec
pág. 10975
Isolation and molecular characterization of phosphorus solubilizing
rhizospheric fungi associated with tomato (Solanum lycopersicum) and rice
(Oriza sativa) crops
ABSTRACT
Minerals, especially phosphorus is crucial for agricultural soils; where phosphate solubilizing fungi (PSF)
play a very important role in the bioavailability of nutrients to plants. This work focused on the isolation
and molecular characterization of phosphorus solubilizing rhizospheric fungi associated with tomato and
rice crops. The isolated strains (HSPA 1, HSPT 1 and HSPT4) were inoculated into culture medium NBRIP
with tricalcium phosphate concentrations of 1%, 0.50% and 0.10%. The solubilization capacity was
determined by the approximation of the hyaline halo formation diameter versus the marking perimeter of
the fungal colonies. Strain HSPT4 (tomato cultivation), demonstrated the highest index in solubilization
capacity (2.28 mm) with a soluble phosphorus concentration of 15.50 ± 0.67 mg/L. A moderate positive
correlation between phosphorus concentration and final pH was observed for concentrations of 1 and
0.50%, while a weaker correlation was recorded for 0.10%. Molecular characterization, from barcodes
targeting the ITS 1 and ITS 4 regions; showed that the isolated strains were identified as HSPA1
(Talaromyces veerkampii); HSPT1 to Talaromyces versatilis and HSPT4 to Talaromyces purpureogenus.
Here, we incorporate the molecular identification of two competent fungal strains (HSPA 1 and HSPT 1);
to solubilize phosphorus, this research component represents its first report at the molecular level in this
region.
Keywords: talaromyces, tricalcium phosphate, ITS; NBRIP, rhizospheric fungi
Artículo recibido 12 octubre 2024
Aceptado para publicación: 16 noviembre 2024
pág. 10976
INTRODUCCIÓN
Los minerales, especialmente el fósforo (P), son cruciales para la formación y funcionalidad de los suelos
agrícolas y nativos, desempeñando un papel vital en el desarrollo de las plantas. Su presencia en la
naturaleza oscila entre 400-1200 mg/kg, solo el 0.1% está disponible para las plantas (Mei et al., 2021). La
actividad de microorganismos, como los hongos solubilizadores de fosfato (HSF), es esencial para la
mineralización del fósforo orgánico (Po) y la solubilización del fósforo inorgánico (Pi), facilitando su
absorción por las plantas para la síntesis de ADN, ARN y ATP.
En la rizosfera de los suelos agrícolas, los exudados de las raíces de las plantas contienen moléculas como
carbohidratos, aminoácidos, compuestos fenólicos y ácidos orgánicos. La relación simbiótica entre
microorganismos y plantas, especialmente con HSF, es significativa, llegando al 70% (Samreen y Kausar,
2019). Los HSF producen ácidos orgánicos y enzimas que transforman compuestos de fosfato insolubles
en formas solubles, beneficiando también a las plantas mediante la fijación de nitrógeno, producción de
fitohormonas y mejora en la absorción de nutrientes (Silva et al., 2023).
El arroz (Oryza sativa) es fundamental para la economía ecuatoriana, cultivado principalmente en las
provincias de Los Ríos y Guayas. Sin embargo, la sequía ha afectado los suelos, resultando en un pH
promedio de 5,60-6,50 y provocando deficiencias nutricionales. El cultivo de tomate (Solanum
lycopersicum) también es importante, pero su productividad y calidad no han mejorado proporcionalmente
debido a prácticas agrícolas inadecuadas, como la excesiva aplicación de fertilizantes fosforados y la quema
post-cosecha, que alteran la composición química del suelo y afectan la viabilidad de la microbiota.
Trabajos in vitro han demostrado que los HSF del filo Ascomycota, como Aspergillus y Penicillium,
incrementan la concentración de fósforo soluble en el sustrato, promoviendo el desarrollo de las plantas.
Sin embargo, la identificación fenotípica de estos hongos no es recomendada debido a su subjetividad y
variabilidad morfológica bajo diferentes condiciones ambientales.
La aplicación de técnicas de Biología Molecular; como la amplificación de ADNg mediante la técnica de
PCR; utilizando primers específicos dirigidos a las regiones ITS1 e ITS4, permiten una demarcación
taxonómica altamente específica para la caracterización de especies. Este trabajo, apunto al aislamiento;
purificación, determinación cualitativa - cuantitativa y, caracterización molecular de HSF rizosféricos
aislados a partir de cultivos de tomate y arroz.
pág. 10977
METODOLOGÍA
Estudio de tipo observacional, descriptivo Se recolectaron muestras de suelo; a partir de dos parcelas (25
m²) de cultivos de arroz (Oryza sativa) y tomate (Solanum lycopersicum); ubicadas en las vías de Juján-
Babahoyo-Los Ríos (1°50'57.2"S 79°32'58.9"W) y Libertad-Santa Elena (2°15'55.7"S 80°54'08.5"W).
Utilizando el modelo predictivo de muestreo aleatorio reportado por Pérez-Pérez et al. (2021), se tomaron
muestras en cinco puntos (esquinas y centro), extrayendo 20 g de sustrato de la rizosfera (15 cm de
profundidad). Las muestras fueron colocadas en bolsas de polipropileno estériles, rotuladas y almacenadas
a 4°C para su transporte y análisis.
Para el cultivo, islamiento y purificación de las cepas de hongos, se realizó un pool de las muestras de suelo
de cada área y se las etiqueto como muestras madre, de esto se tomó 1 g y se resuspendió en 9 mL de
solución salina estéril (0,85%). Luego se incubo a 80°C/15 min (Shambhavi et al., 2020).
Subsiguientemente, se realizaron diluciones seriadas de 10
-1
a 10
-6
. Posteriormente, se colocó 0,1 mL de
cada dilución en placas de Petri con medio NBRIP sólido con fosfato tricálcico al 0,50% (Nautiyal, 1999)
y fueron incubas a 30°C por siete días. Las colonias con halos de solubilización ≥ 0,50 mm fueron aisladas,
luego se realizó tres ciclos de resembrado en NBRIP, para luego crear un primocultivo en medio PDA e
incubado a 4°C.
Para el establecimiento y determinación cuantitativa de la solubilización de fósforo, los aislados de las
líneas celulares puras, se resembraron las cepas seleccionadas por quintuplicado en medio NBRIP sólido
con fosfato tricálcico al 0,10%, 0,50% y 1% (Seshadri et al., 2000). Para los registros comparativos se
utilizó a Aspergillus niger (control positivo) y Talaromyces amestolkiae como control negativo. Post 14
días de incubación a 27°C, se calculó el Índice de Solubilización (IS) a través de la fórmula descrita por
Kumar & Narula (1999):
Ecuación 1: «IS1»
𝐼𝑆:
𝐷𝐻𝐶
𝐷𝐶
Donde:
-IS: Índice de solubilización.
-DHC: Diámetro total, sumatoria entre el diámetro de la colonia y el halo.
-DC: Diámetro de la colonia
pág. 10978
Para la cuantificación de la actividad solubilizadora en Medio Líquido, se realizaron pruebas cuantitativas
en medio NBRIP líquido siguiendo la metodología reportada por Reddy et al. (2002) y Oliveira et al. (2009).
Inicialmente se incubaron matraces con 50 mL de medio líquido y tres "plugs" de micelio por cepa a 28°C
por 14 días, esta acción se la realizo de manera individual para cada concentración y matraz
correspondiente, precedente a esto; el micelio tuvo un cultivo de siete días en medio PDA.
Al finalizar este tiempo, se centrifugó cada cultivo a 5000 rpm durante cinco min para medir el pH final
«pH digital ATC®» (Chakraborty et al., 2010). Para la determinación de fósforo soluble, se utilizó el
protocolo propuesto por Habibah et al., (2018), para ello se utilizó el espectrofotómetro de microplacas UV-
VIS Multiskan™ Go de Thermo Scentific™. La lectura se realizó a una absorbancia de 890 nm y se utilizó
una curva de calibración de concentración de fosfato soluble (mg/L) con una solución patrón de K
2
HPO
4.
La Caracterización Molecular inicia con la extracción del ADNg fúngico; para ello se aplicó el protocolo
de Morin et al (2010) modificado. Se realizo un raspado de colonias a partir de la muestra proveniente de
un cultivo previo de siete días en PDA, se inoculo a 20 mL de PDB y se incubó por 24 horas a temperatura
ambiente. Posteriormente, se tomó 5 mL del cultivo celular y se lo microcentrífugo a 1200rpm por 20 min,
al pellet se le agregó 500 μL de tampón TES (Tris 100 mM, EDTA 10 mM, SDS al 2% a un pH de 8,0) y,
se sonicó a 20 KHz a 4°C por 1 min. Se traspasó la muestra sonicada a un microtubo (Eppendorf™) de
1,5mL, se adicionó 12,56 μL de Proteinasa K (20 mg/mL) e incubó a 37°C durante 30 min. Luego se agregó
140 μL de NaCl 5 M y 65,25 μL de CTAB (Tris 100 mM, EDTA 20 mM, NaCl 1,4 M, CTAB 10%, pH 8,0)
y se volvió a incubar a 65 °C por 10 min. Se agregó 1 volumen de cloroformo: alcohol isoamílico (24:1),
se colocó el tubo en hielo durante 5 min, y se volvió a centrifugar a 14000rpm por 10 min a 4°C, se extrajo
el sobrenadante y transfirió a un nuevo microtubo de 2 mL.
Al sobrenadante, se le agregó 225 μL de acetato de amonio 5M/5 min en hielo y se centrifugó a 14000
rpm/5 min a 4°C. posteriormente, al sobrenadante se adicionó 0,50 volúmenes de isopropanol y luego el
tubo se lo dejó reaccionar la mezcla a -20 °C durante 24 h. Finalmente, se centrifugo a 14000rpm/20 min a
4°C, el pellet que se obtuvo se lo lavó con 1mL de etanol frío al 70%, y se volvió a centrifugar a 14000
rpm/5 min a 4°C, el pellet se dejó secar en la cámara de flujo por un intervalo de 10 a 15 min, después se
resuspendió el ADN extraído en 100 μL de agua ultrapura. Al final, el ADNg fue cuantificado en el
NanoDrop (Thermo Scientific™).
pág. 10979
Siguiendo el protocolo reportado por Ancona-Canché (2017) modificado, se llevó a cabo la amplificación
del ADNg con los primers ITS (Espacio Transcriptor Interno) (Figura 3), para esto se preparó un volumen
final de 20 μL de solución de PCR realizado por triplicado con los siguientes componentes: 1 µL de una
concentración de 10 μM de cada pareja de cebadores ITS 4 (TCC GCT TAT TGA TAT GC) e ITS 1 (TCC
GTA GGT GAA CCT GCG G) (White et al., 1990), 10 µL del GoTaq Green Master Mix (1x) (Thermo
Scientific ™), 4 µL de H
2
O Invitrogen™ UltraPure™, 4 µL de ADNg (10 ng/μL). Al final, se colocó los
microtubos en un termociclador, con los siguientes parámetros 95°C/ 2 min/ ciclo inicial, rampas de
95°C/1min, 53°C/ 45 seg/ 72°C/ 1min, ciclo pre-final 72°C y conservación a 4°C. Finalmente, las muestras
se llevaron al equipo de electroforesis en gel, para comprobar la calidad de la amplificación.
Una vez obtenido los amplicones del fragmento ITS, para el análisis filogenético, estos; fueron enviados a
secuenciar en Macrogen Inc., USA. Con las secuencias reportadas de los aislados fúngicos solubilizadores
de fósforo, se limpió las secuencias en Mega 11, luego se cotejó la filogenia de los grupos más cercanos,
esto es; entre los aislados, posteriormente se los identificó mediante el uso del Basic Local Alignment
Search Tool (BLAST) de la plataforma de NCBI, apoyado en la base de datos GenBank. Finalmente se
construyó la filogenética por el análisis algorítmico de Máxima Verosimilitud (Kenneth et al., 2018) con un
soporte Bootstrap de 1000 repeticiones (Mega 11) de los clados generados (Kumar et al., 2018).
Utilizando el programa Past versión 4.03, se realizaron pruebas de normalidad (Shapiro-Wilk) y pruebas
no paramétricas (Kruskal-Wallis) para evaluar diferencias estadísticas en los índices de solubilización y
concentración de fósforo. Se sondeó la correlación entre el pH del medio y la concentración de ortofosfatos
para ello se utilizó el test de Pearson (Pulido y Niño, 2015).
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
Se extrajeron eficientemente hongos solubilizadores de fósforo (HSFs) inorgánico a partir de la rizosfera
de plántulas de arroz y tomate. Durante el proceso, se identificaron ocho cepas fúngicas, que fueron
codificadas como HSPA1, HSPA2, HSPA3, HSPA4 (para arroz) y HSPT1, HSPT2, HSPT3, HSPT4 (para
tomate). Las cepas HSPA1, HSPT1 y HSPT4, constituyeron el 37,50 % del total de aislados con capacidad
de solubilización positiva Pulido y Niño (2015) (Figura 1).
pág. 10980
Figura 1. Aislamiento de hongos con capacidad solubilizadora en medio NBRIP sólido con 0.5% de
Ca
3
(PO
4
)
2
. A: aislados HSPA1; B: HSPT1; C: HSPT4.
Fuente: propia
Las cepas HSPA1 y HSPT1 mostraron un radio de halo de 0,50 mm, mientras que la cepa HSPT4 registró
un radio de 1 mm. Los resultados indicaron una baja proporción de cepas con capacidad solubilizadora de
fósforo, en comparación con los reportados por Arias et al. (2022) y Romero, Arias y Mendoza-Villareal
(2019), quienes demostraron un mayor porcentaje de aislados con actividad de solubilización.
La discrepancia observada se atribuye a la cantidad reducida de cepas aisladas en este trabajo, en
comparación con los trabajos mencionados, que utilizaron un mayor número de muestras. Esta limitación
en el número de aislados podría explicar la menor presencia de HSFs. Adicionalmente, se considera que las
malas prácticas agrícolas, tales como la quema de residuos post-cosecha y el uso indiscriminado de
fertilizantes químicos, han alterado el pH del suelo, lo cual ha impactado negativamente la microbiota del
sustrato (Carvajal y Mera, 2010).
La cepa HSPT4 presentó la mayor capacidad de solubilización, con índices de solubilización (IS) de 2,11
mm, 2,27 mm y 2,47 mm para las concentraciones de 1 %, 0,50 % y 0,10 %, respectivamente. En segundo
lugar, la cepa HSPT1 superó levemente al control positivo, registrando un IS de 2,10 mm, 2,08 mm y 2,43
mm para las mismas concentraciones. Por otro lado, la cepa HSPA1 solo superó al control positivo en la
concentración de 0,50 %, con un IS de 2,06 mm.
Tabla 1. Resultados del índice de solubilización de las 3 cepas seleccionadas (HSPA, HSPT1, HSPT4)
frente a las tres concentraciones de Ca
3
(PO
4
)
2
(1%, 0,50%, 0,10%).
Cepas
Índice de solubilización (mm)
1%
0,50%
0,10%
Control +
2,06
2,02
2,40
Control -
1,00
1,00
1,00
pág. 10981
*Cepa que muestra mayor IS entre las tres concentraciones de Ca
3
(PO
4
)
2.
Fuente: propia
Tras obtener los valores del IS, se evaluó la normalidad y la igualdad de varianzas, arrojando que los datos
no seguían una distribución normal, como lo indica un valor de p ≤ 0,05. Por ello, se aplicó la prueba no
paramétrica de Kruskal-Wallis, que resultó en un valor de p = 0,14, lo que sugiere la ausencia de diferencias
significativas entre las medianas de los IS para las tres concentraciones evaluadas. A nivel cualitativo, los
índices de solubilización de las cepas seleccionadas no presentaron diferencias estadísticamente
significativas. No obstante, los rangos obtenidos fueron menores a los reportados por autores como Romero,
Arias y Mendoza-Villareal (2019), quienes encontraron un rango del IS más amplio.
Varios trabajos han sido reportados, donde han demostrado los diferentes valores del IS asociados al género
fúngico (Hernández-Leal et al., 2011; Verma y Ekka, 2015; Elías et al., 2016; Hajjam y Cherkaoui, 2017).
En comparación con otros trabajos, este trabajo revela un rango de solubilización relativamente bajo. Esta
variabilidad puede atribuirse a varios factores, como la fuente de fósforo, la especie o tipo de ácidos
orgánicos producidos por los hongos, así como la elección del medio de cultivo. Trabajos previos han
demostrado que la composición del medio puede influir significativamente en los resultados de
solubilización de fósforo (Narsian y Patel, 2000; Barroso y Nahas, 2002; Reddy et al., 2002; Mittal et al.,
2008).
En cuanto a la determinación de fósforo soluble en cultivos líquidos, se demuestra que la cepa HSPT4
presentó la mayor concentración de solubilización siendo esta de 14,43 ± 0,71 mg/L, 14,69 ± 0,81 mg/L y
17,39 ± 0,51 mg/L para las concentraciones de 1 %, 0,50 % y 0,10 %, respectivamente, siguiendo una
tendencia similar a la observada en los índices de solubilización (IS). Sin embargo, no superó al control
positivo, Aspergillus niger, el cual alcanzó concentraciones de P soluble significativamente mayores: 50,38
± 0,80 mg/L, 72,64 ± 0,58 mg/L y 90,40 ± 0,47 mg/L (Tabla 3). Adicionalmente, se observó que la
concentración de 0,10 % resultó ser la que mostró un mayor rango de solubilización para cada cepa. En
este caso, HSPA1 alcanzó 11,08 ± 0,93 mg/L, HSPT1 logró 11,53 ± 0,68 mg/L, y HSPT4 obtuvo 17,39 ±
HSPA 1
2,05
2,06
2,33
HSPT1
2,10
2,08
2,43
HSPT4*
2,11
2,27
2,47
pág. 10982
0,51 mg/L, lo que sugiere que, a menor concentración de fósforo en el medio, se produce una mayor
liberación de fósforo soluble. Estos resultados fueron sometidos a la prueba de normalidad de Shapiro-
Wilks, la cual indicó que los datos correspondientes a las concentraciones de 0,50 % y 0,10 % no siguen
una distribución normal. Por ello, se aplicó la prueba no paramétrica de Kruskal-Wallis, la cual arrojó un
valor de p = 0,72, indicando la ausencia de diferencias significativas entre las medianas de los grupos
evaluados.
Tabla 2. Concentración de P resultante en el sobrenadante después de los 14 días de cultivo en NBRIP
líquido en las concentraciones 1%, 0,5% y 0,1%.
* Cepa que muestra mayor IS entre las tres concentraciones de Ca3(PO4)2. ± Desviación estándar.
Fuente: propia
Es importante destacar que, si bien las cepas seleccionadas demostraron actividad solubilizadora, los
valores de fósforo soluble obtenidos fueron menores en comparación con el control positivo A. niger, y
tampoco se observaron diferencias significativas entre las tres cepas evaluadas. Al comparar estos
resultados con otros trabajos reportados, donde emplearon la misma concentración de fósforo (0,50 %), se
observa que los valores obtenidos en este trabajo son inferiores. Investigaciones previas, como las de
Hernández-Leal et al. (2011), Morales et al. (2011), Saxena et al. (2013), Rathore et al. (2014), Moreno et
al. (2015), Lima-Rivera et al. (2016), Selvi et al. (2017) y Pineda (2014), reportaron rangos de
solubilización superiores al analizar la actividad de solubilización en diferentes periodos de tiempo, con
valores significativamente mayores de fósforo soluble en cultivos a partir del día siete hasta el día 21.
El bajo rendimiento en la solubilización de fósforo observado en las cepas evaluadas puede explicarse por
su limitada capacidad para producir ácidos orgánicos de bajo peso molecular, los cuales son necesarios para
liberar fosfatos del sustrato sólido. Este fenómeno ya ha sido documentado en trabajos previos (Fernández
Cepas
Concentración de P (mg/L)
1%
0,50%
0,10%
Control +
50,38 ± 0,80
72,64 ± 0,58
90,40 ± 0,47
Control -
0,029 ± 0,0005
0,014 ± 0,0025
0,024 ± 0,0008
HSPA 1
10,09 ± 0,93
10,36 ± 1,00
11,08 ± 0,93
HSPT1
6,04 ± 0,68
8,02 ± 0,58
11,53 ± 0,68
HSPT4 *
14,43 ± 0,71
14,69 ± 0,81
17,39 ± 0,51
pág. 10983
et al., 2005), donde se evidenció que la falta de producción de estos ácidos es un factor clave que limita la
efectividad de los hongos solubilizadores de fósforo.
De acuerdo con los resultados de los datos de fósforo (P) en mg/L y el pH final tras 14 días de cultivo (Tabla
4). En el control negativo, el pH se mantuvo casi constante al 1 % y 0,50 %, en comparación con el pH de
inicio (6,50 ± 0,2). Sin embargo, en la concentración al 0,10 %, el pH se volvió ácido (5,84 ± 0,11). Al
realizar el análisis de correlación entre la concentración de fósforo y el pH final, se identificó una
correlación negativa moderada (r = -0,48) entre el pH y la concentración en mg/L del 1 %, lo que sugiere
que a medida que disminuye el pH, aumenta la concentración de fósforo soluble. Por otro lado, se observó
una correlación positiva moderada (r = 0,67) entre la concentración en mg/L del 0,5% y el pH, lo que indica
que el aumento en la concentración de P en el medio puede relacionarse con un aumento del pH.
Tabla 3. Concentración de P resultante y su pH final en el sobrenadante después de los 14 días de cultivo
en NBRIP líquido en las concentraciones 1%, 0,50% y 0,10%.
Fuente: propia
En las concentraciones de 0,50 % y 0,10 %, los resultados fueron similares en términos de pH y
concentración de fósforo, aunque se destacó que en la concentración de 0,10 % la correlación entre ambas
variables fue muy débil, en contraste con la correlación positiva moderada observada en la concentración
Cepas
Concentración de P (mg/L)
pH final
1%
0,50%
0,10%
1%
0,50%
0,10%
Control
+
50,38 ± 0,80
72,64 ± 0,58
90,40 ± 0,47
5,46 ± 0,054
5,1 ± 0,14
3,54 ± 0,75
Control
-
0,029 ±
0,0005
0,014 ±
0,0025
0,024 ±
0,0008
6,26 ± 0,23
6,22 ±
0,13
5,84 ± 0,11
HSPA
1
10,09 ± 0,93
10,36 ± 1,00
11,08 ± 0,93
5,8 ± 0,41
5,32 ±
0,13
4,84 ± 0,11
HSPT1
6,04 ± 0,68
8,02 ± 0,58
11,53 ± 0,68
5,38 ± 0,48
4,74 ±
0,27
4,42 ± 0,23
HSPT4
14,43 ± 0,71
14,69 ± 0,81
17,39 ± 0,51
6,2 ± 0,35
4,68 ±
0,10
4,54 ± 0,054
pág. 10984
de 0,50 %. Esto sugiere que la interacción entre el pH y la concentración de P es más pronunciada en niveles
más altos de concentración.
En diferencia, las cepas evaluadas (Control +, HSPT1, HSPT4, HSPA1) mostraron valores de pH ácido que
oscilaron entre 3,54 y 5,80 en las tres concentraciones, lo cual es consistente con el mecanismo de
solubilización de fosfatos a través de la producción de ácidos orgánicos. Cabe destacar que HSPT4, en la
concentración del 1 %, mantuvo un pH de 6,20 ± 0,35, lo que representa una variación mínima; respecto al
pH inicial de 6,50 ± 0,2. Este fenómeno difiere con otros trabajos, como los de Whitelaw et al. (1997),
Pradhan y Sukla (2006) y Varsha et al. (2010), quienes reportaron que la liberación de ácidos orgánicos por
parte de microorganismos solubilizadores de fósforo provoca una disminución significativa del pH en el
medio de cultivo, promoviendo la liberación de fosfatos insolubles.
Los reportes de Romero, Arias y Mendoza-Villareal (2019) respalda esta idea, al señalar que la cepa de
Penicillium sp. mostró una solubilización elevada, acompañada de un pH final ácido; tras 15 días de cultivo.
En contraste, los resultados de este trabajo revelan que la cepa HSPT4, la cual demostró la mayor
solubilización de fósforo con un pH final menos ácido en comparación, lo que sugiere una menor
producción de ácidos orgánicos, posiblemente debido a las diferencias en las condiciones del medio y en el
tiempo de incubación (14 días en este caso).
En cuanto a la caracterización molecular, los tamaños de los productos de amplificación positiva por PCR;
obtenidos para las tres cepas aisladas corresponden para la cepa HSPA1(466 pb), HSPT4 (476 pb) y HSPT1
(490 pb); logrando amplificar las regiones de los ITS 1, 5.8S e ITS2.
Tabla 4. Porcentaje de similitud nucleotídica con relación a la región completa del ITS 1- gen 5.8s ARNr
e ITS 2 (Blast-GenBank).
Cepa
Blast
Organismo
N° accesión
% Similitud
Fuente
HSPT 1
Talaromyces versatilis
MK837960.1
100
Wei, Xu y Wang,
2021
HSPA 1
Talaromyces veerkampii
MH793040.1
100
Peterson y
Jurjevic, 2019
pág. 10985
Fuente: propia
De acuerdo con el análisis de homología a partir de secuencias enfrentadas en el GenBank por Blast del
NCBI (Tabla 4); reveló que las tres cepas halladas (HSPA1, HSPT1 y HSPT 4) pertenecen a la familia
Trichocomaceae, dentro del género Talaromyces. Hay que destacar que cada cepa corresponde a una especie
diferente. El análisis de similitud demostró que la cepa HSPT 1 obtuvo una homología match 100% con T.
versatilis. De igual manera, HSPA 1 también tuvo un match 100% y fue identificada como T. veerkampii.
Por último, HSPT 4 se clasificó como la especie T. purpureogenus, con una homología del 99,58%. Estos
resultados subrayan la diversidad intraespecífica dentro del género Talaromyces, evidenciando las sutilezas
génicas que distinguen a cada cepa.
El análisis filogenético de las secuencias ITS1-5.8S rRNA-ITS2 de las tres cepas fúngicas, determino que
el "Maximum Likelihood" - Kimura-2 parámetros + G (gamma), valido su identificación taxonómica con
altos niveles de confiabilidad en el Bootstrap (Bt) testeado. Las cepas HSPA1, HSPT1 y HSPT4 fueron
identificadas como Talaromyces veerkampii, Talaromyces versatilis y Talaromyces purpureogenus,
respectivamente, con valores de Bt que van desde el 70 % al 100 %, lo que respalda la precisión de la
identificación y su agrupación en clados bien definidos (Figura 2). Esta identificación, realizada con los
primers ITS1 e ITS4, concuerda con trabajos previos de Adhikari et al. (2022) y Yilmaz et al. (2012),
quienes confirmaron la fiabilidad del uso de códigos de barras moleculares en hongos del género
Talaromyces.
HSPT 4
Talaromyces purpureogenus
ON063296.1
99,58
Pathmanathan et
al., 2022
pág. 10986
Figura 2. Árbol filogenético de máxima verosimilitud de la cepa HSPA 1 (izquierda-superior), la HSPT 1
(derecha-superior) y la HSPT4 (abajo) basado en el alineamiento de la región ITS1- 5.8S rRNA-ITS 2, con
los accesos reportados en el Gen Bank.
Fuente: propia
Particularmente, T. purpureogenus (anteriormente Penicillium purpurogenum) demostró una mayor
capacidad solubilizadora de fosfatos en este trabajo, una característica atribuida a su capacidad de producir
ácido glucónico mediante la oxidación directa de glucosa, como reportó Frisvad (1989). Esta habilidad no
pág. 10987
ha sido reportada previamente en T. veerkampii y T. versatilis, lo que sugiere que estas especies podrían
representar nuevos registros de hongos solubilizadores de fósforo (HSF).
El género Talaromyces tiene un alto potencial biotecnológico debido a su capacidad para producir
compuestos bioactivos y enzimas de interés industrial. Especies como T. purpureogenus y T. versatilis han
demostrado actividad antiviral y antibacteriana, incluyendo la inhibición de patógenos de abejas y otros
mamíferos, según investigaciones recientes (Sandeepani y Ratnaweera, 2020; Vocadlova et al., 2023).
Además, cabe destacar que ninguna de estas especies produce micotoxinas perjudiciales para la salud
humana, lo que incrementa su valor biotecnológico.
Por otro lado, T. purpureogenus ha mostrado un alto potencial farmacéutico. Kumari et al. (2018)
demostraron que extractos de acetato de etilo de esta especie inducen apoptosis en células cancerígenas
HeLa, lo que podría tener aplicaciones en la síntesis de nuevos tratamientos oncológicos. Asimismo, T.
versatilis ha sido evaluado por Llanos et al. (2019) por su capacidad para producir enzimas
lignocelulolíticas, lo que lo convierte en un candidato ideal como aditivo alimentario para mejorar la
digestión de dietas basadas en cereales, contribuyendo al aumento de peso en animales, tal como lo
mencionan FEEDAP (2013) y Cozannet et al. (2017).
CONCLUSIONES
En este trabajo se aislaron cepas de hongos solubilizadores de fosfato de las rizosferas de arroz y tomate.
Del cultivo de arroz se obtuvo la cepa HSPA 1, mientras que del tomate se encontraron dos cepas
solubilizadoras, HSPT 1 y HSPT 4, representando el 37,50 % de los hongos identificados. La cepa HSPT
4 destacó con el mayor Índice de Solubilización (2,28 mm) y la mayor concentración de fósforo soluble
(15,50 ± 0,67 mg/L). Se observó una correlación negativa moderada entre el pH final y la concentración de
fósforo soluble en las tres concentraciones de Ca₃(PO₄) ₂ evaluadas. Finalmente, la identificación molecular
reveló que la cepa HSPA 1 corresponde a Talaromyces veerkampii, HSPT 1 a Talaromyces versatilis y
HSPT 4 a Talaromyces purpureogenus. Esta identificación permitió reconocer a las dos primeras especies
(HSPA1 y HSP1) como nuevos registros de hongos con capacidad solubilizadora de fósforo inorgánico,
ampliando el conocimiento sobre la diversidad de este tipo de microorganismo.
pág. 10988
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