IDENTIFICACIÓN Y CUANTIFICACIÓN DE
METABOLITOS PRIMARIOS CON
IMPORTANCIA NUTRICIONAL EN MANGO
ATAULFO (MANGIFERA INDICA L.)
MEDIANTE RESONANCIA MAGNÉTICA
NUCLEAR
IDENTIFICATION AND QUANTIFICATION OF PRIMARY
METABOLITES WITH NUTRITIONAL IMPORTANCE IN
ATAULFO MANGO (MANGIFERA INDICA L.) BY NUCLEAR
MAGNETIC RESONANCE
Jimena Morales-Miñón
Escuela Superior de Ingeniería Química e Industrias Extractivas Instituto Politécnico Nacional
Adriana García-Arcos
Escuela Superior de Ingeniería Química e Industrias Extractivas Instituto Politécnico Nacional
Manuel José Toriz-Maldonado
Escuela Superior de Ingeniería Química e Industrias Extractivas Instituto Politécnico Nacional
Lino Becerra-Martínez
Universidad Isidro Fabela de Toluca, Campus de la Salud
Elvia Becerra-Martínez
Centro de Nanociencias y Micro y Nanotecnologías, Instituto Politécnico NacionaMéxico
pág. 12873
DOI: https://doi.org/10.37811/cl_rcm.v9i1.16899
Identificación y cuantificación de metabolitos primarios con importancia
nutricional en mango Ataulfo (Mangifera indica L.) mediante resonancia
magnética nuclear
Jimena Morales-Miñón1
jmoralesm1909@alumno.ipn.mx
https://orcid.org/0009-0003-1902-6753
Escuela Superior de Ingeniería Química e
Industrias Extractivas Instituto Politécnico
Nacional
México
Adriana García-Arcos
agarciaa1912@alumno.ipn.mx
https://orcid.org/0009-0006-1457-0137
Escuela Superior de Ingeniería Química e
Industrias Extractivas Instituto Politécnico
Nacional
México
Manuel José Toriz-Maldonado
jtorizm1700@alumno.ipn.mx
https://orcid.org/0009-0006-1874-8828
Escuela Superior de Ingeniería Química e
Industrias Extractivas Instituto Politécnico
Nacional
México
Lino Becerra-Martínez
becerralino935@gmail.com
Universidad Isidro Fabela de Toluca, Campus de
la Salud
México
Elvia Becerra-Martínez
elmartinezb@ipn.mx
https://orcid.org/0000-0002-8598-0516
Centro de Nanociencias y Micro y
Nanotecnologías, Instituto Politécnico
NacionaMéxico
RESUMEN
Entre las variedades más populares de mango se encuentra el Ataulfo originario de Tapachula, Chiapas,
el cual destaca por sus propiedades físicas como olor, sabor, textura y así mismo por ser fuente de
vitaminas, minerales, fibras y antioxidantes. Debido a su importancia comercial este trabajo describe el
análisis cualitativo y cuantitativo de metabolitos de interés nutricional en jugo de mango Ataulfo usando
un protocolo de metabolómica basado en RMN. Para este propósito se cosecharon frutos de mango
Ataulfo en el verano de 2023 en fincas de Tapachula, Chiapas; el jugo del mango fresco se mezcló con
D2O (TMS 100 mM, EDTA 10 mm y NaN3 2 mM), se ajustó el pH de la solución a 5 y se realizó el
análisis espectroscópico. En los espectros de RMN 1H se identificaron y cuantificaron un total de 28
metabolitos primarios de interés nutricional para el ser humano, entre los cuales se encuentran azúcares,
aminoácidos, ácidos orgánicos y metabolitos como colina, nicotinamida adenina dinucleótido, (NAD+)
y trigonelina. Con esta información se puede dar un valor agregado al mango Ataulfo que beneficiara a
su comercialización, exportación y con ello la economía de los agricultores. Además, el método
espectrométrico utilizado se caracteriza por una gran sencillez, robustez y reproducibilidad.
Palabras clave: mangifera indica l, metabolitos primarios, resonancia magnética nuclear
1
Autor principal
Correspondencia: jmoralesm1909@alumno.ipn.mx
pág. 12874
Identification and quantification of primary metabolites with nutritional
importance in Ataulfo mango (Mangifera indica L.) by nuclear magnetic
resonance
ABSTRACT
Among the most popular mango varieties is the Ataulfo mango, native to Tapachula, Chiapas, which
stands out for its physical properties such as aroma, flavor, texture, and its rich content of vitamins,
minerals, fiber, and antioxidants. Due to its commercial importance, this study describes the qualitative
and quantitative analysis of nutritionally relevant metabolites in Ataulfo mango juice using an NMR-
based metabolomics protocol. For this purpose, Ataulfo mango fruits were harvested in the summer of
2023 from farms in Tapachula, Chiapas. The fresh mango juice was mixed with D₂O (TMS 100 mM,
EDTA 10 mM, and NaN₃ 2 mM), the pH of the solution was adjusted to 5, and spectroscopic analysis
was performed. In the ¹H NMR spectra, a total of 28 primary metabolites of nutritional interest for
human health were identified and quantified, including sugars, amino acids, organic acids, and
metabolites such as choline, nicotinamide adenine dinucleotide (NAD⁺), and trigonelline. This
information can add value to Ataulfo mango, benefiting its commercialization, exportation, and
consequently, the economy of farmers. Moreover, the spectrometric method used is characterized by its
simplicity, robustness, and reproducibility.
Keywords: mangifera indica l, primary metabolites, nuclear magnetic resonance
Artículo recibido 15 enero 2025
Aceptado para publicación: 19 febrero 2025
pág. 12875
INTRODUCCIÓN
El mango (Mangifera indica L.) es una de las frutas tropicales más populares y económicamente
importante en el mundo debido a sabor dulce, aroma deliciosa y color brillante, además de su
composición nutricional (vitaminas, minerales, fibra y fotoquímicos). Pertenece a la familia
Anacardiaceae y es nativa del sur de Asia (Thapa et al., 2024). La producción mundial alcanzó 70
millones de toneladas en 2023, seguida por el plátano, la piña, la papaya y el aguacate, 2023). India es
el principal productor de mango con el 35% de la producción mundial (25.6 millones de toneladas),
seguido por Indonesia, China, México y otros (FAOSTAT, 2023). A nivel mundial, México ocupa el
cuarto lugar en producción de mango y se posiciona como el mayor exportador, abasteciendo el 21 %
de la demanda mundial, principalmente a EE. UU. con más de 476,000 toneladas en 2021. En 2021,
México produjo 2,386,040 toneladas de mango, con un valor de 535,729,687.22 USD. Además, se
proyecta un crecimiento acumulado de 42.7 % en la producción nacional y un incremento en la demanda
mundial de mango de 3.38 a 4.06 millones de toneladas para 2030 (Pacheco-Jiménez et al., 2024). En
México la producción de mango se distribuye en 23 estados; sin embargo, más del 97% de la producción
se concentra en 10 estados (Guerrero, Nayarit, Chiapas, Oaxaca, Sinaloa, Michoacán, Veracruz, Jalisco,
Colima y Campeche) (Tovar-Pedraza et al., 2020). Existen muchas variedades de mango, los más
comercializados, el Ataulfo, Haden, Manila, Kent, Keitt, Tommy Atkins, Parvin y Petacon, entre los
más populares se encuentran el mango Ataulfo.
El mango ataulfo (Mangifera indica L.) es originario de Tapachula, Chiapas. Es una variedad de mango
que ha demostrado ser un éxito en el mercado internacional debido a sus características sensoriales
únicas: sabor, olor y textura. Además, de ser un fruto de consistencia firme, drupa regordeta y dulce,
baja acidez, con semilla delgada y pulpa abundante (Salvador-Figueroa et al., 2023; Sáyago-Ayerdi et
al., 2013). Manthey & Perkins-Veazie (2009) informaron que la capacidad antioxidante y concentración
de compuestos fenólicos del mango ‘Ataulfo’ eran mayor que en otras variedades de mango, variedades
como Tommy Atkins, Kent, Keitt y Haden. También contiene alta cantidad de vitaminas A y C, es rico
en minerales, fibras y antioxidantes como ácido ascórbico, carotenoides y compuestos fenólicos,
mientras que su contenido de calorías, grasas y sodio es bajo (Ma et al., 2011). La capacidad antioxidante
de frutas y vegetales se ha correlacionado con su contenido y composición fenólica total. Se reportan
pág. 12876
diferentes factores que afectan esta capacidad antioxidante, tales como el cultivar, las condiciones
agronómicas, la manipulación post-cosecha y la etapa de maduración. La actividad antioxidante,
metabolismo secundario y metabolismo primario de mango y otras frutas tropicales ha sido ampliamente
estudiada, pero en el mango Ataulfo originario de México falta conocimiento sobre estado nutricional
de la fruta. Por lo tanto, el objetivo de este trabajo fue determinar el perfil metabólico de mango Ataulfo
usando resonancia magnética nuclear.
METODOLOGÍA
Origen de los frutos
Durante el verano de 2023, se cosecharon frutos de mango Ataulfo en fincas de Tapachula, Chiapas
(14°54′40″N 92°15′52″O; 177 msnm). Para el análisis se eligieron diez frutos, estos se seleccionaron
con base en color, tamaño, textura y peso. Las similitudes de las muestras se estimaron a juzgar por la
experiencia individual de los recolectores de Chiapas.
Preparación de muestras para análisis de resonancia magnética nuclear (RMN)
El jugo de mango fresco se extrajo con un exprimidor manual de frutas y luego se centrifugó durante 20
minutos a 10 000 rpm. A continuación, 900 μL de jugo se mezcló con una solución de 100 μL de D2O
que contenía 100 mM de TMS (ácido trimetilsililpropiónico), 10 mM de EDTA (ácido
etilendiaminotetraacético) y 2 mM de NaN3 (azida de sodio). El pH se ajustó a 5.00 teniendo en cuenta
que los desplazamientos químicos de algunas señales en los espectros de RMN 1H de los jugos de frutas
están condicionados a este parámetro. Por último, 600 μL de la solución se transfirió a un tubo de RMN
de 5 mm para el análisis espectroscópico (Ramírez-Pérez et al., 2024).
Perfil de metabolitos primarios
La identificación de los metabolitos por RMN se realizó mediante la adquisición e interpretación de
experimentos de RMN 1D y 2D, como espectroscopía de 1H (Figura 1), espectroscopía de 13C,
espectroscopía de correlación homonuclear (2D 1H-1H COSY, Correlated Spectroscopy), correlaciones
cuánticas simples heteronucleares (2D 1H-13C HSQC, Heteronuclear Single Quantum Coherence) y
correlación de enlaces múltiples heteronucleares (2D 1H-13C HMBC, Heteronuclear Multiple Bond
Correlation). La asignación de señales de los metabolitos identificados se confirmó comparando los
desplazamientos químicos con los reportados en bases de datos como Base de Datos del Metaboloma
pág. 12877
Humano (HMDB; http://www.hmdb.ca/) y el Banco de Datos de Resonancia Magnética Biológica
(BMRB; http://www.bmrb.wisc.edu).
Análisis de resonancia magnética nuclear (RMN)
Las muestras de jugo de mango Ataulfo fueron analizadas en un espectrómetro Bruker AscendTM 750
MHz (Bruker Biospin, Rheinstetten, Germany) equipado con una sonda TXI de 5 mm. El análisis de
RMN 1H se adquirió usando la secuencia de pulsos NOESYPR1D a 298.1 °K + 0.1 sin rotación. Los
parámetros de adquisición son los siguientes: tamaño del FID = 64 K, número de escaneos = 256, ancho
espectral = 15.00 ppm, ganancia del receptor = 32, tiempo de adquisición= 2.18, tiempo de relajación =
10 s y resolución FID = 0.45 Hz.
El procesamiento de los datos de RMN se realizó de acuerdo a (Ramírez-Pérez et al., 2024). En los
espectros de RMN 1H se realizó la corrección de la fase y línea base utilizando el software Mestrenova
(v.6.1.0 Mestrelab Research SL, Santiago de Compostela, Spain). La señal del TSP se utilizó para
referenciar los espectros a 0.0 ppm y se normalizó usando la intensidad de la señal de TSP. Se eliminó
la región espectral en 4.70 a 4.90 ppm que corresponde a la señal residual del agua.
Los análisis de RMN 1D y 2D para la identificación de metabolitos se realizaron en un espectrómetro
Bruker de 750 MHz que operaba a 750.12 MHz y a 298 °K. El espectro de RMN 13C se obtuvo utilizando
los siguientes parámetros: número de escaneos = 20480, tiempo de adquisición = 0.72, tiempo de
relajación = 2 s, ancho espectral = 45454.5 Hz y tamaño de FID = 64 k datos. El experimento COSY se
obtuvo con un ancho espectral de 7500 Hz en las dos dimensiones; se utilizó 2k × 128 con 256 escaneos
por incremento y un tiempo de relajación de 2 s. El experimento HSQC, se realizó 1024 escaneos y 128
incrementos con un tiempo de adquisición de 0.065 s y un tiempo de relajación de 1.5 s. Los anchos
espectrales fueron 7653.1 y 45454.5 Hz para las dimensiones de 1H y 13C, respectivamente, con 1JCH =
145 Hz. El experimento HMBC, se adquirió con 128 escaneos y 128 incrementos, con un tiempo de
adquisición de 0.26 s y un tiempo de relajación de 2 s. Los anchos espectrales fueron los mismos para
HSQC.
Cuantificación relativa de metabolitos primarios
La cuantificación de los compuestos se realizó mediante la integración de las señales de RMN 1H
utilizando TMS como estándar interno. La intensidad de una señal en el espectro de RMN 1H es
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proporcional a la concentración molar del metabolito Villa-Ruano et al. (2019 y 2020). Para obtener las
concentraciones relativas se utilizó la siguiente expresión:
donde: MX = Concentración relativa del metabolito; MY = Concentración relativa del estándar interno
(TMS); IX = Valor relativo de la integral de la señal del metabolito en el espectro de RMN 1H; IY = Valor
relativo de la integral de la señal del estándar interno en el espectro de RMN 1H (TMS); NX = Número
de protones de la señal del metabolito; NY = Número de protones de la señal del estándar interno (TMS).
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
Perfil de metabolitos primarios en jugo de mango
Usando RMN 1H fue posible identificar el perfil de metabolitos primarios en jugo de mango Ataulfo,
que representa la huella dactilar metabólica de este fruto. En la Figura 1A se muestra el espectro de
RMN 1H obtenido a 750 MHz, un total de 28 metabolitos primarios fueron identificados. En el espectro
se distinguen claramente tres regiones: La primera región se encuentra entre 0.00 y 3.00 ppm y observan
las señales de los protones alifáticos que pertenecen a los ácidos orgánicos y los aminoácidos (Figura
1B). Las señales dobles entre 0.92-1.03 ppm corresponden a la isoleucina, leucina y valina. El doble de
la alanina y treonina aparecen en 1.46 y 1.31 ppm, respectivamente. La asparagina se identificó mediante
las señales doble de dobles en 2.85 y 2.95 ppm. Las señales doble de dobles en 2.69 y 2.82 ppm se
asignó al ácido aspártico. El ácido glutámico se identificó por la señal múltiple en 2.34 ppm. En esta
región también se detectaron las señales características de cuatro ácidos orgánicos: ácido acético (1.92
ppm), ácido cítrico (2.56 y 2.69 ppm), ácido málico (2.39 y 2.57 ppm) y ácido succínico (2.42 ppm).
La segunda región, de 3.00 a 6.00 ppm es la más compleja y consiste en señales superpuestas
principalmente atribuibles a señales de azúcares como fructosa, galactosa, glucosa (isómeros α y β),
mio-inositol y sacarosa (Figura 1C). La señal del protón anomérico de α-glucosa se identificó en 5.22
ppm, mientras que el protón anomérico de β-glucosa se encontró en 4.63 ppm. Las señales que
identifican la fructosa se encontraron en 3.98 y 4.01 ppm. La sacarosa y galactosa se identificaron
mediante los protones anoméricos en 4.56 y 5.25 ppm, respectivamente. Por último, el alcohol de azúcar
pág. 12879
mio-inositol mostró una señal triple en 3.27 ppm; en esta región también observamos señales simples
que corresponden a colina (3.18 ppm) y betaína (3.25 ppm).
Finalmente, en la tercera región, de 6.00 a 9.00 ppm se observan señales débiles características de
compuestos aromáticos como aminoácidos, ácidos orgánicos y nucleósidos (Figura 1D). Los
aminoácidos aromáticos identificados en esta región se encuentran entre 6.88-7.41 ppm. La fenilalanina
se encuentra en 7.32, 7.37, 7.42 ppm y tirosina en 6.88 y 7.15 ppm. En esta región el protón característico
del ácido fórmico aparece en 8.44 ppm mientras que protón del ácido fumárico se observa en 6.55 ppm.
Los nucleósidos se identificaron por las señales de resonancia características de los protones aromáticos
de los anillos heterocíclicos. Así, la uridina se identificó con la señal doble que aparece en 7.89 ppm.
Para asignar cada una de las señales de los metabolitos, se emplearon experimentos de RMN 1D como
1H y 13C, experimentos de RMN 2D como 1H-1H COSY (Correlated Spectroscopy), 1H-13C HSQC
(Heteronuclear Single Quantum Coherence), y 1H-13C HMQC (Heteronuclear Multiple Bond
Correlation). La Tabla 1 resume los desplazamientos químicos de los metabolitos identificados en el
espectro de RMN 1H obtenido a 750 MHz de jugo de mango Ataulfo.
pág. 12880
Figura. 1. Espectro de RMN 1H obtenido a 750 MHz de jugo de mango Ataulfo. A) Espectro de RMN
1H completo de 0.00 a 10.00 ppm; B) Espectro de RMN 1H expandido de 0.90 a 3.30 ppm (8x); C)
Espectro de RMN 1H expandido de 3.20 a 5.50 ppm; D) Espectro de RMN 1H expandido de 6.10 a 8.60
ppm (32x).
pág. 12881
Tabla 1. Metabolitos identificados en los espectros de RMN 1H de jugo de mango.
Metabolito
Desplazamiento químico (ppm), J (Hz), multiplicidad
Azúcares
1
Fructosa
3.98 (m), 4.01 (dd, J = 12.7, 1.3 Hz)
2
Galactosa
4.56 (d, J = 7.0 Hz), 5.25 (d, J = 3.3 Hz)
2
Glucosa (isómeros α, β)
3.23 (dd, J = 9.4, 8.0 Hz), 4.63 (d, J = 7.9 Hz), 5.22 (d, J = 3.7 Hz)
4
Mio-inositol
3.27 (t, J = 9.4 Hz)
5
Sacarosa
4.03 (t, J = 8.7 Hz), 4.2 (d, J = 8.8 Hz), 5.4 (d, J = 3.8 Hz)
Aminoácidos
6
Ácido aspártico
2.69 (dd, J = 17.5, 8.4 Hz), 2.82 (dd, J = 17.5, 3.7 Hz)
7
Ácido glutámico
2.04 (m), 2.11 (m), 2.34 (m)
8
Alanina
1.46 (d, J = 7.2 Hz)
9
Asparagina
2.85 (dd, J = 16.9, 7.8 Hz), 2.95 (dd, J = 16.9, 4.2 Hz)
10
Fenilalanina
7.32 (m), 7.37 (m), 7.42 (m)
11
GABA
1.89 (H-3, m), 2.29 (H-2, t, J = 7.6), 3.0 (H-4, t, J = 7.4)
12
Glutamina
2.11 (m), 2.44 (m)
13
Isoleucina
0.92 (t, J = 7.4 Hz), 0.99 (d, J = 7.0 Hz), 1.46 (m)
14
Leucina
0.95 (d, J = 6.1 Hz), 0.95 (d, J = 6.2 Hz), 1.70 (m)
15
Treonina
1.31 (d, J = 6.6 Hz), 3.59 (d, J = 4.8 Hz), 4.26 (m)
16
Tirosina
6.88 (d, J = 8.4 Hz), 7.15 (d, J = 8.4 Hz)
17
Valina
0.99 (d, J = 7.0 Hz), 1.03 (d, J = 7.0 Hz), 2.26 (m),
Ácidos orgánicos
18
Ácido acético
1.92 (s)
19
Ácido cítrico
2.56 (d, J = 15.6 Hz), 2.69 (d, J = 15.6 Hz)
20
Ácido fórmico
8.44 (s)
21
Ácido fumárico
6.55 (s)
22
Ácido málico
2.39 (dd, J = 15.5, 9.9 Hz), 2.57 (dd, J = 15.5, 3.2 Hz)
23
Ácido quínico
1.93 (m), 2.07 (m), 2.12 (m), 2,17 (m)
24
Ácido succínico
2.42 (s)
Otros compuestos
25
Betaína
3.25 (s)
26
Colina
3.18 (s), 4.0 (m)
27
Trigonelina
8.83 (m), 9.11 (s)
28
Uridina
5.89 (d, J = 8. Hz), 5.89 (d, J = 4.6 Hz), 7.89 (d, J = 8.1 Hz)
s: singulete; d:doble; t:triple; m:multiplete
Concentración relativa de azúcares en jugo de mango Ataulfo
La calidad organoléptica de las frutas depende en gran medida del contenido y la composición de
azúcares presentes. Se identificaron y cuantificaron cuatro azúcares solubles en el jugo de mango
Ataulfo como fructosa (4.9039 g/100 mL), glucosa (0.0250 g/100 mL), mio-inositol (0.0578 g/100 mL)
y sacarosa (18.3324 g/100 mL). La acumulación de azúcares solubles proporciona dulzura a la fruta y
mejora su valor comercial (Liu et al., 2023). Megha et al. (2022) reportó que el dulzor del mango
depende principalmente de la composición de los azúcares presentes, que se atribuye principalmente del
pág. 12882
genotipo y factores ambientales. Pero, las variaciones de azúcar en la fruta en diferentes estaciones,
lugares de crecimiento, en los árboles de los mismos huertos, en mismo árbol, así como dentro de la
fruta, no son despreciables en comparación con la variación entre genotipos. Por otro lado, azúcares,
como la glucosa, la sacarosa, la galactosa y la maltosa presentes en las frutas proporcionan la energía
necesaria para que el cuerpo pueda realizar sus funciones físicas y mentales. El efecto general sobre la
salud depende del nivel de consumo individual de la fruta entera y también del consumo de una mezcla
de diferentes compuestos biodisponibles presentes en las frutas. Las frutas recién exprimidas, enlatadas
o embotelladas, que se componen de una o más frutas sin edulcorantes o azúcares añadidos, se
consideran jugos de fruta al 100 %. Aunque la composición de los jugos de frutas es diferente a la de
las frutas enteras, estas contienen polifenoles y vitaminas de las frutas. Muchos estudios han revelado
que el consumo de fruta entera reduce el riesgo de varias enfermedades crónicas no transmisibles, como
enfermedades cardiovasculares, cáncer, enfermedades respiratorias crónicas, enfermedad renal crónica,
osteoartritis, osteoporosis, cataratas, Alzheimer y diabetes mellitus. La diabetes se ha disparado en todo
el mundo; los estudios epidemiológicos han revelaron que el consumo de frutas reduce el riesgo de
diabetes, obesidad, hipertensión y enfermedades cardiovasculares, mientras que la ingesta de jugos de
frutas aumenta el riesgo de diabetes entre las mujeres. A nivel mundial, la diabetes tipo 2 ha
incrementado rápidamente con el aumento de la obesidad (Sadhana et al., 2019).
Figura 2. Concentración relativa de azúcares identificados en los espectros de RMN 1H obtenido a 750
MHz de jugo de mango Ataulfo.
pág. 12883
Concentración relativa de aminoácidos en jugo de mango Ataulfo
Las concentraciones relativas de los aminoácidos identificados en los espectros de RMN 1H de jugo de
mango Ataulfo se presentan en la Figura 3. Se identificaron y cuantificaron un total de 12 aminoácidos,
los más abundantes fueron ácido aspártico (0.0250 g /100 mL), ácido glutámico (0.0285 g /100 mL) y
glutamina (0.0562 g/100 mL), mientras que los menos abundantes fueron fenilalanina (0.0021 g /100
mL), leucina (0.0010 g /100 mL), tirosina (0.0010 g /100 mL). Los aminoácidos son componentes muy
importantes de los alimentos, ya que son los componentes básicos de las proteínas. Se clasifican en
aminoácidos esenciales y no esenciales; los aminoácidos esenciales se obtienen de fuentes externas,
mientras que los aminoácidos no esenciales son sintetizados por el cuerpo humano (Chilakala et al.,
2021). Cinco aminoácidos esenciales fueron identificados y cuantificados isoleucina (0.0036 g /100
mL), leucina (0.0010 g /100 mL), fenilalanina (0.0021 g /100 mL), treonina (0.0037 g /100 mL), valina
(0.0024 g /100 mL).
La glutamina y el glutamato son abundantes en el mango, esto puede explicarse por su papel central en
el metabolismo de los aminoácidos, en particular en las reacciones de transaminación. Las plantas
generalmente absorben nitrógeno inorgánico en forma de nitrato, nitrito y amoníaco antes de
incorporarlo a los aminoácidos, que finalmente se reducen a amonio, NH4. Esta reacción es catalizada
por enzima glutamina sintasa. Estos aminoácidos no se consideran aminoácidos esenciales, pero
desempeñan funciones importantes en el mantenimiento del crecimiento y la salud tanto en neonatos
como en adultos (Onwuchekwa et al., 2029)
pág. 12884
Figura 3. Concentración relativa de aminoácidos identificados en los espectros de RMN 1H obtenido a
750 MHz de jugo de mango.
Concentración relativa de ácidos orgánicos en jugo de mango Ataulfo
Se identificaron y cuantificaron siete ácidos orgánicos en el jugo de mango Ataulfo (Figura 4). La
cuantificación mostró que el ácido cítrico (0.1901 g/100 mL) fue el más abundante, seguido de ácido
quínico (0.0901 g/100 mL) y ácido málico (0.0746 g/100 mL). También se detectaron concentraciones
más pequeñas de ácido acético (0.0074 g/100 mL), ácido fórmico (0.0005 g/100 mL), ácido fumárico
(0.0018 g/100 mL) y ácido succínico (0.0013 g/100 mL). Los ácidos orgánicos son necesarios para el
metabolismo aeróbico de las platas y como constituyentes del sabor, contribuyen a la calidad de la fruta,
las propiedades organolépticas y la acidez de la fruta (Maldonado-Celis et al., 2019). Shi et al. (2015)
reportaron que el ácido cítrico (4.31-41.74 mg/g) y ácido málico (0.59-20,63 mg/g) fueron los ácidos
orgánicos principalmente identificados en 28 variedades de mango. La concentración de ácidos
orgánicos varía dependiendo del genotipo, además, de factores bióticos y abióticos durante el cultivo
del fruto como a temperatura, la luz, la fertilización, el suministro de agua y otras prácticas de manejo
de la planta.
pág. 12885
Figura 4. Concentración relativa de los ácidos orgánicos identificados en los espectros de RMN 1H
obtenido a 750 MHz de jugo de mango Ataulfo.
Concentración relativa de betaína, colina, trigonelina y uridina en jugo de mango Ataulfo
Finalmente se identificó y cuantificó betaína (0.0066 g/100mL), colina (0.0031 g/100mL), trigonelina
(0.0058 g/100mL) y uridina (0.0021 g/100mL) en el jugo de mango Ataulfo.
Figura 5. Concentración relativa de compuestos diversos identificados en los espectros de RMN 1H
obtenido a 750 MHz de jugo de mango Ataulfo.
La colina es necesaria para la síntesis de los fosfolípidos en las membranas celulares, el metabolismo
del grupo metilo y la neurotransmisión colinérgica. Mientras que la betaína, un derivado de la colina,
también es importante debido a su papel en la donación de grupos metilo a la homocisteína para formar
metionina (Heinzmann et al 2010). Zeisel et al. (2003) realizaron análisis por Cromatografía de Líquidos
acoplada a la Espectrometría de masas para determinar la concentración de betaína y colina en lácteos,
huevos, especias, hierbas, grasas, aceites, carne, sopas, salsas, aderezos, embutidos, cereales, frutas y
verduras, observando que los alimentos con la mayor concentración total de colina (mg/100 g) fueron:
pág. 12886
hígado de res (418), hígado de pollo (290), huevos (251), germen de trigo (152), tocino (125), soja seca
(116) y carne de cerdo (103). Los alimentos con la mayor concentración de betaína (mg/100 g) fueron:
salvado de trigo (1339), germen de trigo (1241), espinaca (645), pretzels (237), camarones (218) y pan
de trigo (201). Analizaron frutas como aguacates, arándanos, fresas, manzanas, melocotones, naranjas,
peras, plátanos, pomelo, sandía y uvas. La concentración de colina variaba entre 0.33-8.64 mg/100 g,
mientras que la de betaína entre 0.58-07 mg/100 g, este trabajo demuestra que el mango Ataulfo es una
fruta con un alto contenido en betaína y colina (betaína 6.6 mg/100mL y colina 3.1 g/100mL).
CONCLUSIONES
En este trabajo se reporta por primera vez el perfil químico de mango Ataulfo originario de Tapachula,
Chiapas usando resonancia magnética nuclear. Se identificó y cuantificó un total de 28 metabolitos de
interés nutricional como aminoácidos, ácidos orgánicos y compuestos como colina, betaína, trigonelina
y uridina. Conocer y entender los cambios en la composición química del fruto de mango Ataulfo
permitirá a los productores dar un valor agregado a esta fruta para fines de exportación y mayor uso para
la industria beneficiando a la economía de los agricultores y del país.
Agradecimientos
Esta investigación recibió apoyo financiero de la Secretaría de Investigación y Posgrado del Instituto
Politécnico Nacional (Proyectos de investigación: 20231017 y 20240542). Agradecemos el subsidio
otorgado a través del programa BEIFI-IPN.
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