EFECTO DE REGENERACIÓN CICATRIZAL
SECUNDARIA POR MEDIO DE APÓSITOS A BASE
DE QUITOSANO
EFFECT OF SECONDARY WOUND HEALING REGENERATION
USING CHITOSAN-BASED DRESSINGS
DCF. Dora María López Trujillo
Universidad Autónoma de Coahuila Unidad Torreón.
DCF. Martha Margarita Aguado Arzola
Universidad Autónoma de Coahuila Unidad Torreón.
MCO. Wendy Jazmín Álvarez Fernández
Universidad Autónoma de Coahuila Unidad Torreón.
MOR. Enrique Díaz Palomares
Universidad Autónoma de Coahuila Unidad Torreón.
DCF. María de los Ángeles Pietschmann Santamaría
Universidad Autónoma de Coahuila Unidad Torreón.
CD. Zonnia Dunetschka Quintana Chávez
Universidad Autónoma de Coahuila Unidad Torreón.
pág. 6924
DOI: https://doi.org/10.37811/cl_rcm.v9i5.20083
Efecto de regeneración cicatrizal secundaria por medio de apósitos a base
de quitosano
DCF. Dora María López Trujillo1
doralopeztrujillo@uadec.edu.mx
https://orcid.org/0000-0002-6501-6826
Universidad Autónoma de Coahuila Unidad
Torreón.
México.
DCF. Martha Margarita Aguado Arzola
aguadom@uadec.edu.mx
https://orcid.org/0000-0003-3366-3815
Universidad Autónoma de Coahuila Unidad
Torreón.
México.
MCO. Wendy Jazmín Álvarez Fernández
wendyalvarez181092@gmail.com
https://orcid.org/0000-0002-9325-9534
Universidad Autónoma de Coahuila Unidad
Torreón.
México.
DCF. María de los Ángeles Pietschmann
Santamaría
m.pietschmann.santa@uadec.edu.mx
https://orcid.org/0000-0002-6951-6924
Universidad Autónoma de Coahuila Unidad
Torreón.
México.
MOR. Enrique Díaz Palomares
enriquediazpalomares@uadec.edu.mx
https://orcid.org/0009-0000-9449-8863
Universidad Autónoma de Coahuila Unidad
Torreón.
México.
CD. Zonnia Dunetschka Quintana Chávez
dunequintana@gmail.com
https://orcid.org/0009-0008-7915-8826
Universidad Autónoma de Coahuila Unidad
Torreón.
México. Residente de la Maestría en Ciencias
Odontológicas con Acentuación en Periodoncia.
RESUMEN
Introducción: La cicatrización de heridas es un proceso biológico complejo. En casos de distorsión
severa de la arquitectura tisular, la curación puede no restaurar la estructura y función normales, dando
lugar a tejidos conectivo desorganizado con apariencia fibrosa. Objetivo: Evaluar histopatológicamente
la cicatrización secundaria en sitios quirúrgicos tratados con apósitos a base de quitosano. Materiales y
Métodos: Se utilizaron 25 ratas Wistar, divididas en dos grupos; control, y quitosano. Se creó un defecto
epitelial de 100 mm2 a espesor parcial en el dorso de cada animal. En el grupo experimental se aplicó
un apósito de quitosano sobre la herida, actuando como barrera y andamiaje para la regeneración tisular,
previniendo la invasión bacteriana, favoreciendo la angiogénesis y la actividad de los fibroblastos. El
grupo control no recibió apósito, solo clorhexidina al 0.12%. Se realizaron evaluaciones histológicas a
las 24, 48, 72 horas, y a los 14 y 28 días. Resultados: los apósitos de quitosano ofrecieron protección
efectiva, promoviendo la hemostasia y la estabilidad tisular. Conclusión: El quitosano presenta potencial
regenerativo por su biocompatibilidad y capacidad para favorecer la quimiotaxis en procesos de
cicatrización.
Palabras clave: quitosano, cicatrización de heridas, regeneración tisular, hemostasia
1 Autor principal
Correspondencia: doralopeztrujillo@uadec.edu.mx
DOI: https://doi.org/10.37811/cl_rcm.v9i5.20083
Efecto de regeneración cicatrizal secundaria por medio de apósitos a base
de quitosano
DCF. Dora María López Trujillo1
doralopeztrujillo@uadec.edu.mx
https://orcid.org/0000-0002-6501-6826
Universidad Autónoma de Coahuila Unidad
Torreón.
México.
DCF. Martha Margarita Aguado Arzola
aguadom@uadec.edu.mx
https://orcid.org/0000-0003-3366-3815
Universidad Autónoma de Coahuila Unidad
Torreón.
México.
MCO. Wendy Jazmín Álvarez Fernández
wendyalvarez181092@gmail.com
https://orcid.org/0000-0002-9325-9534
Universidad Autónoma de Coahuila Unidad
Torreón.
México.
DCF. María de los Ángeles Pietschmann
Santamaría
m.pietschmann.santa@uadec.edu.mx
https://orcid.org/0000-0002-6951-6924
Universidad Autónoma de Coahuila Unidad
Torreón.
México.
MOR. Enrique Díaz Palomares
enriquediazpalomares@uadec.edu.mx
https://orcid.org/0009-0000-9449-8863
Universidad Autónoma de Coahuila Unidad
Torreón.
México.
CD. Zonnia Dunetschka Quintana Chávez
dunequintana@gmail.com
https://orcid.org/0009-0008-7915-8826
Universidad Autónoma de Coahuila Unidad
Torreón.
México. Residente de la Maestría en Ciencias
Odontológicas con Acentuación en Periodoncia.
RESUMEN
Introducción: La cicatrización de heridas es un proceso biológico complejo. En casos de distorsión
severa de la arquitectura tisular, la curación puede no restaurar la estructura y función normales, dando
lugar a tejidos conectivo desorganizado con apariencia fibrosa. Objetivo: Evaluar histopatológicamente
la cicatrización secundaria en sitios quirúrgicos tratados con apósitos a base de quitosano. Materiales y
Métodos: Se utilizaron 25 ratas Wistar, divididas en dos grupos; control, y quitosano. Se creó un defecto
epitelial de 100 mm2 a espesor parcial en el dorso de cada animal. En el grupo experimental se aplicó
un apósito de quitosano sobre la herida, actuando como barrera y andamiaje para la regeneración tisular,
previniendo la invasión bacteriana, favoreciendo la angiogénesis y la actividad de los fibroblastos. El
grupo control no recibió apósito, solo clorhexidina al 0.12%. Se realizaron evaluaciones histológicas a
las 24, 48, 72 horas, y a los 14 y 28 días. Resultados: los apósitos de quitosano ofrecieron protección
efectiva, promoviendo la hemostasia y la estabilidad tisular. Conclusión: El quitosano presenta potencial
regenerativo por su biocompatibilidad y capacidad para favorecer la quimiotaxis en procesos de
cicatrización.
Palabras clave: quitosano, cicatrización de heridas, regeneración tisular, hemostasia
1 Autor principal
Correspondencia: doralopeztrujillo@uadec.edu.mx
pág. 6925
Effect of secondary wound healing regeneration using chitosan-based
dressings
ABSTRACT
Introduction: Wound healing is a complex biological process. In cases of severe tissue architecture
distortion, healing may not restore normal structure and function, leading instead to disorganized fibrous
connective tissue. Objective: To histopathologically evaluate secondary wound healing in surgical
sites treated with chitosan-based dressings. Materials and Methods: 25 Wistar rats were divided into
two groups: control and chitosan. A 100 mm2 partial-thickness epithelial defect was created on the back
of each rat. In the experimental group, a chitosan dressing was applied to the wound to severe as a barrier
and scaffold, promoting tissue regeneration, preventing bacterial invasion, enhancing angiogenesis, and
supporting fibroblast activity. The control group received no dressing, only 0.12% chlorhexidine.
Histological samples were collected at 24, 48, 72 hours, and at 14 and 28 days. Results: Chitosan
dressings provided effective wound protection, promoting hemostasis and tissue stability. Conclusion:
Chitosan demonstrates regenerative potential due to its biocompatibility and ability to enhance
chemotaxis in wound healing processes.
Keywords: chitosan, wound healing, tissue regeneration, hemostasis.
Artículo recibido 05 setiembre 2025
Aceptado para publicación: 09 octubre 2025
Effect of secondary wound healing regeneration using chitosan-based
dressings
ABSTRACT
Introduction: Wound healing is a complex biological process. In cases of severe tissue architecture
distortion, healing may not restore normal structure and function, leading instead to disorganized fibrous
connective tissue. Objective: To histopathologically evaluate secondary wound healing in surgical
sites treated with chitosan-based dressings. Materials and Methods: 25 Wistar rats were divided into
two groups: control and chitosan. A 100 mm2 partial-thickness epithelial defect was created on the back
of each rat. In the experimental group, a chitosan dressing was applied to the wound to severe as a barrier
and scaffold, promoting tissue regeneration, preventing bacterial invasion, enhancing angiogenesis, and
supporting fibroblast activity. The control group received no dressing, only 0.12% chlorhexidine.
Histological samples were collected at 24, 48, 72 hours, and at 14 and 28 days. Results: Chitosan
dressings provided effective wound protection, promoting hemostasis and tissue stability. Conclusion:
Chitosan demonstrates regenerative potential due to its biocompatibility and ability to enhance
chemotaxis in wound healing processes.
Keywords: chitosan, wound healing, tissue regeneration, hemostasis.
Artículo recibido 05 setiembre 2025
Aceptado para publicación: 09 octubre 2025
pág. 6926
INTRODUCCIÓN
Una vez que ocurre una lesión, alguna incisión o una exposición del tejido conectivo al ambiente bucal,
los tejidos periodontales inician una respuesta de curación en fase secuencial que permite el cierre de la
lesión y la restauración parcial de la estructura y función del tejido.
La reestructuración del tridimensional del tejido periodontal en la respuesta de curación involucra a los
fibroblastos, que sintetizan y organizan las fibras de colágeno que unen el hueso alveolar y la encía con
el cemento que cubre la raíz del diente.
Algunos cirujanos utilizan el término de cicatrización por tercera intención o cierre primario diferido,
para referirse a la cicatrización que ocurre cuando se cierra una herida después de un período de
cicatrización por segunda intención. El cierre se hace cuando se está seguro de que se ha superado el
riesgo de infección.
La cicatrización, es el resultado de la regeneración tisular y de la oclusión de una herida. (López, 1992)
Los biomateriales pueden ayudar a la reconstrucción fisiológica adecuada del epitelio y reducir o
prevenir la formación de tejido cicatricial.
La quitina y quitosano, se ha encontrado que sus oligómeros promueven la cicatrización de heridas,
especialmente en las fases de proliferación y formación de matriz. (Azuma et al., 2015)
El quitosano se deriva del desacetilado de la quitina, un polisacárido lineal no ramificado presente en el
exoesqueleto de los crustáceos y en micelios de los hongos. (Howling et al., 2001)
Se ha observado que las membranas de quitosano proveen estabilidad mecánica y flexibilidad, mayor
captación de agua y tienen propiedades bacteriostáticas y fungistáticas (Johnen et al., 2008)
El objetivo de este trabajo fue evaluar histológicamente la cicatrización secundaria en zonas quirúrgicas
en donde se colocó el apósito de quitosano.
MATERIALES Y MÉTODOS
Metodología: Se emplearon 25 ratas Wistar, distribuidas en dos grupos experimentales: grupo control,
que incluía 1 rata evaluada en cada punto temporal (24, 48 y 72 horas; 14 y 28 días), y un grupo tratado
con quitosano, que incluyó a 20 ratas, separadas en subgrupos de 4 ratas cada uno, correspondientes a
los mismos intervalos de tiempo.
INTRODUCCIÓN
Una vez que ocurre una lesión, alguna incisión o una exposición del tejido conectivo al ambiente bucal,
los tejidos periodontales inician una respuesta de curación en fase secuencial que permite el cierre de la
lesión y la restauración parcial de la estructura y función del tejido.
La reestructuración del tridimensional del tejido periodontal en la respuesta de curación involucra a los
fibroblastos, que sintetizan y organizan las fibras de colágeno que unen el hueso alveolar y la encía con
el cemento que cubre la raíz del diente.
Algunos cirujanos utilizan el término de cicatrización por tercera intención o cierre primario diferido,
para referirse a la cicatrización que ocurre cuando se cierra una herida después de un período de
cicatrización por segunda intención. El cierre se hace cuando se está seguro de que se ha superado el
riesgo de infección.
La cicatrización, es el resultado de la regeneración tisular y de la oclusión de una herida. (López, 1992)
Los biomateriales pueden ayudar a la reconstrucción fisiológica adecuada del epitelio y reducir o
prevenir la formación de tejido cicatricial.
La quitina y quitosano, se ha encontrado que sus oligómeros promueven la cicatrización de heridas,
especialmente en las fases de proliferación y formación de matriz. (Azuma et al., 2015)
El quitosano se deriva del desacetilado de la quitina, un polisacárido lineal no ramificado presente en el
exoesqueleto de los crustáceos y en micelios de los hongos. (Howling et al., 2001)
Se ha observado que las membranas de quitosano proveen estabilidad mecánica y flexibilidad, mayor
captación de agua y tienen propiedades bacteriostáticas y fungistáticas (Johnen et al., 2008)
El objetivo de este trabajo fue evaluar histológicamente la cicatrización secundaria en zonas quirúrgicas
en donde se colocó el apósito de quitosano.
MATERIALES Y MÉTODOS
Metodología: Se emplearon 25 ratas Wistar, distribuidas en dos grupos experimentales: grupo control,
que incluía 1 rata evaluada en cada punto temporal (24, 48 y 72 horas; 14 y 28 días), y un grupo tratado
con quitosano, que incluyó a 20 ratas, separadas en subgrupos de 4 ratas cada uno, correspondientes a
los mismos intervalos de tiempo.
pág. 6927
Fabricación de películas de quitosano
Las películas de quitosano se prepararon disolviendo quitosano al 2% p/v en ácido acético al 2% v/v
(pH 6.4). Se vertieron 9 ml de solución en cajas Petri de vidrio estéril formando películas delgadas (~20
μm) en condiciones de flujo laminar. Estas se dejaron secar durante 12 días a 25° C y 30% de humedad
relativa (HR). Adicionalmente, se preparó una solución gelatinosa de quitosano (8 ml, pH ~5.0) en agua
desionizada con ácido acético al 2% v/v. Tras agitación durante 6 horas, se vertió en placas Petri estériles
(95 cm²) y se secó durante 6 días en condiciones de limpieza y oscuridad (25 °C, 30% HR).
La quitina y el quitosano, con tamaño de partícula promedio de 3.5 μm, fueron esterilizados por óxido
de etileno y suspendidos en solución tampón fosfato (PBS, pH 7.2) a una concentración de 10 mg/ml.
Estudios previos indican que las dosis óptimas para la formación de tejido de granulación en ratas son
de 1.0 y 10 mg/ml para quitina, y de 0.1 y 1.0 mg/ml para quitosano. Concentraciones más altas pueden
inducir respuestas inflamatorias excesivas.
Protocolo quirúrgico
Se anestesiaron 25 ratas Wistar (peso aproximado: 500 g cada una) con Zoletil al 30%, (0.10 mg por
cada 100 g). Se realizaron dos zonas operatorias en el dorso realizando rasurado quirúrgico y siguiendo
el protocolo de asepsia con yodopovidona y protección ocular con ungüento oftálmico (Fig. 1).
En la zona experimental (más proximal a la cabeza), se marcó la zona quirúrgica con plumón permanente
y se creó un colgajo en sobre de 5 mm de espesor con un bisturí de Allen-Orban modificado para colocar
el apósito de quitosano debajo del epitelio. Este se fijó con punto en cruz modificado utilizando sutura
Vycril 4-0, evitando tensión en el tejido, se aplicó gel de clorhexidina al 0.20% (fig. 2). Se colocó a las
ratas en jaulas sin aserrín, con suelo forrado en papel, hasta su recuperación. El protocolo de cuidado
postoperatorio incluyó la administración de Penicilina Benzatínica (0.3 ml dosis única), Dexametasona
(4 mg/ml, 1 ml por 3 días) y Metamizol sódico (500 mg/ml, 1 ml por 2 días).
Fabricación de películas de quitosano
Las películas de quitosano se prepararon disolviendo quitosano al 2% p/v en ácido acético al 2% v/v
(pH 6.4). Se vertieron 9 ml de solución en cajas Petri de vidrio estéril formando películas delgadas (~20
μm) en condiciones de flujo laminar. Estas se dejaron secar durante 12 días a 25° C y 30% de humedad
relativa (HR). Adicionalmente, se preparó una solución gelatinosa de quitosano (8 ml, pH ~5.0) en agua
desionizada con ácido acético al 2% v/v. Tras agitación durante 6 horas, se vertió en placas Petri estériles
(95 cm²) y se secó durante 6 días en condiciones de limpieza y oscuridad (25 °C, 30% HR).
La quitina y el quitosano, con tamaño de partícula promedio de 3.5 μm, fueron esterilizados por óxido
de etileno y suspendidos en solución tampón fosfato (PBS, pH 7.2) a una concentración de 10 mg/ml.
Estudios previos indican que las dosis óptimas para la formación de tejido de granulación en ratas son
de 1.0 y 10 mg/ml para quitina, y de 0.1 y 1.0 mg/ml para quitosano. Concentraciones más altas pueden
inducir respuestas inflamatorias excesivas.
Protocolo quirúrgico
Se anestesiaron 25 ratas Wistar (peso aproximado: 500 g cada una) con Zoletil al 30%, (0.10 mg por
cada 100 g). Se realizaron dos zonas operatorias en el dorso realizando rasurado quirúrgico y siguiendo
el protocolo de asepsia con yodopovidona y protección ocular con ungüento oftálmico (Fig. 1).
En la zona experimental (más proximal a la cabeza), se marcó la zona quirúrgica con plumón permanente
y se creó un colgajo en sobre de 5 mm de espesor con un bisturí de Allen-Orban modificado para colocar
el apósito de quitosano debajo del epitelio. Este se fijó con punto en cruz modificado utilizando sutura
Vycril 4-0, evitando tensión en el tejido, se aplicó gel de clorhexidina al 0.20% (fig. 2). Se colocó a las
ratas en jaulas sin aserrín, con suelo forrado en papel, hasta su recuperación. El protocolo de cuidado
postoperatorio incluyó la administración de Penicilina Benzatínica (0.3 ml dosis única), Dexametasona
(4 mg/ml, 1 ml por 3 días) y Metamizol sódico (500 mg/ml, 1 ml por 2 días).
pág. 6928
En el grupo control se realizó el mismo protocolo quirúrgico, sin embargo, no se colocó ningún apósito,
solamente se colocó gel de clorhexidina al 0.12% y protocolo de cuidado posoperatorio descrito
anteriormente (fig. 3).
Se realizaron biopsias en los distintos tiempos de evaluación (24,48 y 72 horas; 14 y 28 días) para
análisis histológico, con el fin de caracterizar la calidad de la cicatrización secundaria entre ambos
grupos.
La eutanasia se llevó a cabo mediante sobredosis de anestesia.
Fig. 1. Rasurado y cuidado ocular
Fig. 2. Preparación de lecho quirúrgico en el grupo
experimental.
Fig. 3. Preparación de lecho
quirúrgico en grupo control.
En el grupo control se realizó el mismo protocolo quirúrgico, sin embargo, no se colocó ningún apósito,
solamente se colocó gel de clorhexidina al 0.12% y protocolo de cuidado posoperatorio descrito
anteriormente (fig. 3).
Se realizaron biopsias en los distintos tiempos de evaluación (24,48 y 72 horas; 14 y 28 días) para
análisis histológico, con el fin de caracterizar la calidad de la cicatrización secundaria entre ambos
grupos.
La eutanasia se llevó a cabo mediante sobredosis de anestesia.
Fig. 1. Rasurado y cuidado ocular
Fig. 2. Preparación de lecho quirúrgico en el grupo
experimental.
Fig. 3. Preparación de lecho
quirúrgico en grupo control.