BIOLOGÍA MOLECULAR UNA
ALTERNATIVA DIAGNÓSTICA EFICAZ EN
EL ESTUDIO DE LA GEOHELMINTOSIS
MOLECULAR BIOLOGY: AN EFFECTIVE DIAGNOSTIC
ALTERNATIVE IN THE STUDY OF GEOHELMINTHIASIS
Diana Carolina González-Palacios
Universidad Técnica de Ambato, Ecuador
José Roberto Hernández Caicedo
Universidad Técnica de Ambato, Ecuador
pág. 5795
DOI: https://doi.org/10.37811/cl_rcm.v9i6.21689
Biología Molecular una Alternativa Diagnóstica Eficaz en el Estudio de la
Geohelmintosis
Diana Carolina González-Palacios1
dc.gonzalez@uta.edu.ec,
https://orcid.org/0000-0002-9550-2884
Universidad Técnica de Ambato, Facultad
Ciencias de la Salud. Ambato, Ecuador.
José Roberto Hernández Caicedo
hernandezcjoser@gmail.com
https://orcid.org/0000-0001-6366-6449
Universidad Técnica de Ambato
Ambato - Ecuador
RESUMEN
La identificación de parasitosis desatendidas ha sido un importante problema de salud pública debido a
su bajo límite de detección con metodología tradicional. El uso de herramientas moleculares en el
diagnóstico ha permitido incrementar el límite de detección otorgando un resultado más certero y
permitiendo la detección temprana de estas infecciones. Bajo este contexto, la presente revisión
bibliográfica plasma las técnicas moleculares utilizadas para la identificación de cinco parasitosis
Ancylostoma duodenale, Ascaris lumbricoides, Angiostrongylus cantonensis, Necator americanus,
Strongyloides stercoralis, importantes por su impacto en la población y por su subestimación en
prevalencia
Palabras claves: pcr, detección molecular, ancylostoma duodenale, ascaris lumbricoides,
angiostrongylus cantonensis, necator americanus, strongyloides stercoralis
1 Autor principal
Correspondencia: dc.gonzalez@uta.edu.ec
DOI: https://doi.org/10.37811/cl_rcm.v9i6.21689
Biología Molecular una Alternativa Diagnóstica Eficaz en el Estudio de la
Geohelmintosis
Diana Carolina González-Palacios1
dc.gonzalez@uta.edu.ec,
https://orcid.org/0000-0002-9550-2884
Universidad Técnica de Ambato, Facultad
Ciencias de la Salud. Ambato, Ecuador.
José Roberto Hernández Caicedo
hernandezcjoser@gmail.com
https://orcid.org/0000-0001-6366-6449
Universidad Técnica de Ambato
Ambato - Ecuador
RESUMEN
La identificación de parasitosis desatendidas ha sido un importante problema de salud pública debido a
su bajo límite de detección con metodología tradicional. El uso de herramientas moleculares en el
diagnóstico ha permitido incrementar el límite de detección otorgando un resultado más certero y
permitiendo la detección temprana de estas infecciones. Bajo este contexto, la presente revisión
bibliográfica plasma las técnicas moleculares utilizadas para la identificación de cinco parasitosis
Ancylostoma duodenale, Ascaris lumbricoides, Angiostrongylus cantonensis, Necator americanus,
Strongyloides stercoralis, importantes por su impacto en la población y por su subestimación en
prevalencia
Palabras claves: pcr, detección molecular, ancylostoma duodenale, ascaris lumbricoides,
angiostrongylus cantonensis, necator americanus, strongyloides stercoralis
1 Autor principal
Correspondencia: dc.gonzalez@uta.edu.ec
pág. 5796
Molecular Biology: an Effective Diagnostic Alternative in the Study of
Geohelminthiasis
ABSTRACT
The identification of neglected parasitic infections has been a significant public health problem due to
the low detection limit using traditional methods. The use of molecular diagnostic tools has increased
the detection limit, providing more accurate results and enabling the early detection of these
infections. In this context, this literature review presents the molecular techniques used to identify five
parasitic infections: Ancylostoma duodenale, Ascaris lumbricoides, Angiostrongylus cantonensis,
Necator americanus, and Strongyloides stercoralis. These infections are important due to their impact
on the population and their underestimated prevalence
Keywords: pcr, molecular detection, ancylostoma duodenale, ascaris lumbricoides, angiostrongylus
cantonensis, necator americanus, strongyloides stercoralis
Artículo recibido 8 noviembre 2025
Aceptado para publicación: 15 diciembre 2025
Molecular Biology: an Effective Diagnostic Alternative in the Study of
Geohelminthiasis
ABSTRACT
The identification of neglected parasitic infections has been a significant public health problem due to
the low detection limit using traditional methods. The use of molecular diagnostic tools has increased
the detection limit, providing more accurate results and enabling the early detection of these
infections. In this context, this literature review presents the molecular techniques used to identify five
parasitic infections: Ancylostoma duodenale, Ascaris lumbricoides, Angiostrongylus cantonensis,
Necator americanus, and Strongyloides stercoralis. These infections are important due to their impact
on the population and their underestimated prevalence
Keywords: pcr, molecular detection, ancylostoma duodenale, ascaris lumbricoides, angiostrongylus
cantonensis, necator americanus, strongyloides stercoralis
Artículo recibido 8 noviembre 2025
Aceptado para publicación: 15 diciembre 2025
pág. 5797
INTRODUCCIÓN
Los helmintos transmitidos por el suelo (geohelmintos) se encuentran ampliamente diseminados en
zonas tropicales y subtropicales del mundo, con principal impacto en países en vías de desarrollo donde
es común encontrar áreas desatendidas con medidas deficientes de saneamiento [1], [2]. Según datos de
la OMS, en el mundo hay alrededor de dos mil millones de personas infectadas con geohelmintos [3].
La infección con geohelmintos se ha reportado con mayor prevalencia en niños y población vulnerable.
Las manifestaciones clínicas que presentan este tipo de infestaciones varían entre deficiencia
nutricional, anemia y trastornos intestinales y/o cognitivos. Este tipo de parasitosis pueden mantenerse
asintomáticas por un largo período de tiempo, que a nivel de salud pública repercute en una estimación
irreal de la prevalencia ocasionando la falta de tratamiento oportuno que en casos extremos puede
comprometer la vida del paciente.
Con este antecedente, se resalta la importancia en el uso de métodos de diagnóstico que permitan la
detección oportuna y eficiente de estas parasitosis. Los métodos de parasitología tradicional:
concentración, microscopia y cultivo, han sido ampliamente reportados para el tamizaje poblacional.
Sin embargo, la baja sensibilidad y especificidad reportada con estas técnicas compromete la fidelidad
de los resultados promoviendo la búsqueda de nuevos métodos de diagnóstico [4]–[7]. La aplicación de
tecnología basada en identificación de ADN ha permitido superar estas limitaciones. El uso de un
marcador molecular apropiado y su amplificación mediante la Reacción en Cadena de la Polimerasa
(PCR) se ha posicionado como una alternativa interesante no solo por su alta especificidad y
sensibilidad sino también por su relativo bajo costo [8]–[10].
El objetivo de esta revisión bibliográfica consiste en realizar un compendio de las técnicas moleculares
utilizadas a nivel mundial para la identificación y diagnóstico de cinco parasitosis desatendidas,
destacadas por su importante impacto en salud pública.
METODOLOGÍA
La información científica incluida en este artículo de revisión fue obtenida de la base de datos de US
National Library of Medicine National Institutes of Health, PMC (http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pcm/).
Las palabras claves empleadas para limitar la búsqueda fueron: Molecular, detection, diagnosis, PCR,
INTRODUCCIÓN
Los helmintos transmitidos por el suelo (geohelmintos) se encuentran ampliamente diseminados en
zonas tropicales y subtropicales del mundo, con principal impacto en países en vías de desarrollo donde
es común encontrar áreas desatendidas con medidas deficientes de saneamiento [1], [2]. Según datos de
la OMS, en el mundo hay alrededor de dos mil millones de personas infectadas con geohelmintos [3].
La infección con geohelmintos se ha reportado con mayor prevalencia en niños y población vulnerable.
Las manifestaciones clínicas que presentan este tipo de infestaciones varían entre deficiencia
nutricional, anemia y trastornos intestinales y/o cognitivos. Este tipo de parasitosis pueden mantenerse
asintomáticas por un largo período de tiempo, que a nivel de salud pública repercute en una estimación
irreal de la prevalencia ocasionando la falta de tratamiento oportuno que en casos extremos puede
comprometer la vida del paciente.
Con este antecedente, se resalta la importancia en el uso de métodos de diagnóstico que permitan la
detección oportuna y eficiente de estas parasitosis. Los métodos de parasitología tradicional:
concentración, microscopia y cultivo, han sido ampliamente reportados para el tamizaje poblacional.
Sin embargo, la baja sensibilidad y especificidad reportada con estas técnicas compromete la fidelidad
de los resultados promoviendo la búsqueda de nuevos métodos de diagnóstico [4]–[7]. La aplicación de
tecnología basada en identificación de ADN ha permitido superar estas limitaciones. El uso de un
marcador molecular apropiado y su amplificación mediante la Reacción en Cadena de la Polimerasa
(PCR) se ha posicionado como una alternativa interesante no solo por su alta especificidad y
sensibilidad sino también por su relativo bajo costo [8]–[10].
El objetivo de esta revisión bibliográfica consiste en realizar un compendio de las técnicas moleculares
utilizadas a nivel mundial para la identificación y diagnóstico de cinco parasitosis desatendidas,
destacadas por su importante impacto en salud pública.
METODOLOGÍA
La información científica incluida en este artículo de revisión fue obtenida de la base de datos de US
National Library of Medicine National Institutes of Health, PMC (http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pcm/).
Las palabras claves empleadas para limitar la búsqueda fueron: Molecular, detection, diagnosis, PCR,
pág. 5798
Ancylostoma duodenale, Ascaris lumbricoides, Angiostrongylus cantonensis, Necator americanus,
Strongyloides stercoralis.
Uncinariasis: Ancylostoma duodenale y Necator americanus
La Uncinariasis se encuentra entre las infecciones humanas crónicas de mayor relevancia a nivel
mundial, se estima que aproximadamente 740 millones de personas se encuentran infestadas [11],
siendo los países pobres y en vías de desarrollo los más afectados con aproximadamente 576 millones
de infecciones[12], [13]. Esta condición es causada principalmente por los parásitos intestinales
Ancylostoma duodenale y Necator americanus. El ciclo biológico de estos nematodos se origina a partir
de huevos que maduran en el suelo, los cual se desarrollan a larvas rabditiformes y a larvas filariformes
en condiciones adecuadas. Esta última corresponde a su forma infectante, la cual atraviesa la piel
humana llegan al torrente sanguíneo, alcanza a los pulmones, perfora la cavidad alveolar, asciende por
la tráquea y es deglutida descendiendo hasta el intestino delgado en donde se desarrolla a su estado
adulto adhiriéndose a la pared intestinal y alimentándose del flujo sanguíneo. Esto contribuye al
desarrollo de anemia, déficit de hierro, problemas del corazón, trastornos cognitivos y déficit de
crecimiento, es así que los niños en edad escolar se consideran el grupo más vulnerable dentro de la
Uncinariasis [14], [15]. Esta parasitosis se convierte en la segunda infección parasitaria más importante
después de la malaria, al evaluar el tiempo de invalidez por años de vida en población general [16].
El diagnóstico de Uncinariasis ha dependido tradicionalmente de la detección de huevos en muestras
fecales [17], sin embargo debido a la similitud morfológica entre los huevos de Ancylostoma duodenale
y Necator americanus la diferenciación por microscopía se ve limitada. La importancia de su
identificación para fines epidemiológicos y de tratamiento ha llevado a la aplicación de métodos de
diagnóstico molecular, convirtiéndola en una alternativa efectiva debido a su sensibilidad y
especificidad. Las principales tecnologías moleculares para el diagnóstico de la Uncinariasis son:
Reacción En Cadena De La Polimerasa (PCR)
En 1998 Monti y colaboradores desarrollaron una técnica de diagnóstico para diferenciar N. americanus
y A. duodenale mediante la amplificación de un fragmento del gen ITS-1. Esta técnica mostró un límite
de detección de hasta 10pg de ADN por muestra [18].
Ancylostoma duodenale, Ascaris lumbricoides, Angiostrongylus cantonensis, Necator americanus,
Strongyloides stercoralis.
Uncinariasis: Ancylostoma duodenale y Necator americanus
La Uncinariasis se encuentra entre las infecciones humanas crónicas de mayor relevancia a nivel
mundial, se estima que aproximadamente 740 millones de personas se encuentran infestadas [11],
siendo los países pobres y en vías de desarrollo los más afectados con aproximadamente 576 millones
de infecciones[12], [13]. Esta condición es causada principalmente por los parásitos intestinales
Ancylostoma duodenale y Necator americanus. El ciclo biológico de estos nematodos se origina a partir
de huevos que maduran en el suelo, los cual se desarrollan a larvas rabditiformes y a larvas filariformes
en condiciones adecuadas. Esta última corresponde a su forma infectante, la cual atraviesa la piel
humana llegan al torrente sanguíneo, alcanza a los pulmones, perfora la cavidad alveolar, asciende por
la tráquea y es deglutida descendiendo hasta el intestino delgado en donde se desarrolla a su estado
adulto adhiriéndose a la pared intestinal y alimentándose del flujo sanguíneo. Esto contribuye al
desarrollo de anemia, déficit de hierro, problemas del corazón, trastornos cognitivos y déficit de
crecimiento, es así que los niños en edad escolar se consideran el grupo más vulnerable dentro de la
Uncinariasis [14], [15]. Esta parasitosis se convierte en la segunda infección parasitaria más importante
después de la malaria, al evaluar el tiempo de invalidez por años de vida en población general [16].
El diagnóstico de Uncinariasis ha dependido tradicionalmente de la detección de huevos en muestras
fecales [17], sin embargo debido a la similitud morfológica entre los huevos de Ancylostoma duodenale
y Necator americanus la diferenciación por microscopía se ve limitada. La importancia de su
identificación para fines epidemiológicos y de tratamiento ha llevado a la aplicación de métodos de
diagnóstico molecular, convirtiéndola en una alternativa efectiva debido a su sensibilidad y
especificidad. Las principales tecnologías moleculares para el diagnóstico de la Uncinariasis son:
Reacción En Cadena De La Polimerasa (PCR)
En 1998 Monti y colaboradores desarrollaron una técnica de diagnóstico para diferenciar N. americanus
y A. duodenale mediante la amplificación de un fragmento del gen ITS-1. Esta técnica mostró un límite
de detección de hasta 10pg de ADN por muestra [18].
pág. 5799
En el 2001 Zhan B. y colaboradores diseñaron un ensayo que amplificaba un fragmento de 500pb del
gen cox1 dentro del mtDNA para identificar entre N. americanus y A. duodenale, está técnica fue
además probada exitosamente en cultivos en estadíos de huevos, larvas y parásitos adultos de estas
Ucinarias [19].
PCR-Fragmento de Restricción de Longitud Polimórfica
Hawdon en 1996 desarrolló un ensayo utilizando como diana un fragmento del gen cAMP, logrando
establecer patrones característicos para la identificación de N. americanus y A. duodenale durante
ensayos preliminares. A pesar de la elevada sensibilidad que presentó esta técnica, presentó una
amplificación poco específica, encontrándose reacciones positivas para otros parásitos dentro de las
Uncinariasis tanto animales como humanas [20]. Años más tarde Demeler y colaboradores
desarrollaron un ensayo sobre el gen ITS-2 para establecer la presencia de N. Americanus y
Ancylostoma spp. en muestras fecales. Con este objetivo se amplificó el gen completo usando un juego
de cebadores comunes en todo el orden estrongiloidae para posteriormente realizar una digestión
enzimática para confirmar la especie. Los resultados permitían una identificación clara de la presencia
de N. Americanus y Ancylostoma spp. con un 100% de sensibilidad al aplicar este protocolo sobre
controles [21].
PCR – Anidada
Bajo esta modalidad se ha analizado extensivamente el gen ITS-2 del ADN ribosomal debido a su alta
variabilidad inter-especie y baja variabilidad intra-especie, lo cual lo hace un candidato óptimo para
establecer identificaciones a nivel de especie y estudios filogenéticos [22]. Estudios basados en este gen
se han desarrollado ampliamente para identificar muestras de la región del norte de Togo y Ghana
logrando establecer una amplia presencia de N. americanus, que incluso alcanzó una prevalencia del
50% en algunas aldeas [23]–[25]. Este gen también ha sido evaluado para establecer diagnósticos
diferenciales entre N. americanus y A. duodenale en muestras de heces humanas en muestras
procedentes de Bolgatanga y Garu al norte de Ghana detectando una prevalencia estimada para A.
duodenale del 19.6%, y del 73.5% para N. americanus dentro de las cuales 16.9% correspondían a
coinfecciones [26]. Utilizando esta misma metodología en muestras procedentes de ocho aldeas del
oeste de Malasia se encontró un 76.6% de muestras positivas para N. americanus, un 12,8% de muestras
En el 2001 Zhan B. y colaboradores diseñaron un ensayo que amplificaba un fragmento de 500pb del
gen cox1 dentro del mtDNA para identificar entre N. americanus y A. duodenale, está técnica fue
además probada exitosamente en cultivos en estadíos de huevos, larvas y parásitos adultos de estas
Ucinarias [19].
PCR-Fragmento de Restricción de Longitud Polimórfica
Hawdon en 1996 desarrolló un ensayo utilizando como diana un fragmento del gen cAMP, logrando
establecer patrones característicos para la identificación de N. americanus y A. duodenale durante
ensayos preliminares. A pesar de la elevada sensibilidad que presentó esta técnica, presentó una
amplificación poco específica, encontrándose reacciones positivas para otros parásitos dentro de las
Uncinariasis tanto animales como humanas [20]. Años más tarde Demeler y colaboradores
desarrollaron un ensayo sobre el gen ITS-2 para establecer la presencia de N. Americanus y
Ancylostoma spp. en muestras fecales. Con este objetivo se amplificó el gen completo usando un juego
de cebadores comunes en todo el orden estrongiloidae para posteriormente realizar una digestión
enzimática para confirmar la especie. Los resultados permitían una identificación clara de la presencia
de N. Americanus y Ancylostoma spp. con un 100% de sensibilidad al aplicar este protocolo sobre
controles [21].
PCR – Anidada
Bajo esta modalidad se ha analizado extensivamente el gen ITS-2 del ADN ribosomal debido a su alta
variabilidad inter-especie y baja variabilidad intra-especie, lo cual lo hace un candidato óptimo para
establecer identificaciones a nivel de especie y estudios filogenéticos [22]. Estudios basados en este gen
se han desarrollado ampliamente para identificar muestras de la región del norte de Togo y Ghana
logrando establecer una amplia presencia de N. americanus, que incluso alcanzó una prevalencia del
50% en algunas aldeas [23]–[25]. Este gen también ha sido evaluado para establecer diagnósticos
diferenciales entre N. americanus y A. duodenale en muestras de heces humanas en muestras
procedentes de Bolgatanga y Garu al norte de Ghana detectando una prevalencia estimada para A.
duodenale del 19.6%, y del 73.5% para N. americanus dentro de las cuales 16.9% correspondían a
coinfecciones [26]. Utilizando esta misma metodología en muestras procedentes de ocho aldeas del
oeste de Malasia se encontró un 76.6% de muestras positivas para N. americanus, un 12,8% de muestras
pág. 5800
positivas para A. ceylanicum (especie identificada por secuenciación), un 10,6% de coinfecciones y
ausencia de A. duodenale. Sin embargo solo el 81% (47 de 58) de las muestras identificadas como
positivas mediante microscopía pudieron ser confirmadas por métodos moleculares, El autor presume
que esto puede deberse a inhibidores presentes durante la PCR o a identificaciones erróneas durante la
microscopía. [27].
HRM - Curvas de disociación de alta resolución
Mediante el uso de esta tecnología se han desarrollado dos trabajos, ambos usando al gen ITS-2 como
diana, para realizar la detección de Uncinarias. El ensayo de Ngui en el 2012 permitió la identificación
de N. americanus, A. duodenale, A. ceylanicum, A caninum y A. brazilense. Mediante el análisis de
controles se logró establecer una elevada sensibilidad y especificidad de esta técnica, misma que
permitió incluso la identificación de infecciones múltiples [9]. Demeler y colaboradores desarrollaron
un protocolo basado en el mismo gen, logrando resultados satisfactorios para la identificación de N.
americanus y Ancylostoma spp. Todas las muestras evaluadas correspondieron a controles positivos
donde solo una muestra positiva para N. americanus presentó una curva de denaturación con una ligera
desviación hacia una temperatura mayor pero manteniendo su misma forma, este particular para los
autores no consistió en un motivo para desestimar la técnica a pesar que no se ofrece una explicación a
este evento [21].
PCR – Tiempo real
Esta variación de la técnica para amplificación de material genético por reacción en cadena de la
polimerasa es sin duda la más difundida para el diagnóstico de Uncinarias. Todos los ensayos
desarrollados para esta tecnología se han centrado en la detección del gen ITS-2. En el 2007 Verweij
fue el primero en desarrollar cebadores para la detección de Ancylostoma duodenale, Necator
americanus y Oesophagostomum bifurcum mediante PCR-Tiempo Real. Esta técnica altamente
sensible mostró una fuerte correlación entre carga parasitaria por Kato-Katz y el valor de límite de ciclo
de cada muestra. Además fue utilizada para el análisis de muestras de heces provenientes del norte de
Ghana, de donde se estableció una prevalencia del 88.5% de muestras positivas para N. americanus,
6.8% de muestras positivas para A. duodenale y 30.4% para O. bifurcum, dentro de estos resultados el
6.2% correspondió a co-infecciones de N. americanus y A. duodenale y un 29.8% a co-infecciones entre
positivas para A. ceylanicum (especie identificada por secuenciación), un 10,6% de coinfecciones y
ausencia de A. duodenale. Sin embargo solo el 81% (47 de 58) de las muestras identificadas como
positivas mediante microscopía pudieron ser confirmadas por métodos moleculares, El autor presume
que esto puede deberse a inhibidores presentes durante la PCR o a identificaciones erróneas durante la
microscopía. [27].
HRM - Curvas de disociación de alta resolución
Mediante el uso de esta tecnología se han desarrollado dos trabajos, ambos usando al gen ITS-2 como
diana, para realizar la detección de Uncinarias. El ensayo de Ngui en el 2012 permitió la identificación
de N. americanus, A. duodenale, A. ceylanicum, A caninum y A. brazilense. Mediante el análisis de
controles se logró establecer una elevada sensibilidad y especificidad de esta técnica, misma que
permitió incluso la identificación de infecciones múltiples [9]. Demeler y colaboradores desarrollaron
un protocolo basado en el mismo gen, logrando resultados satisfactorios para la identificación de N.
americanus y Ancylostoma spp. Todas las muestras evaluadas correspondieron a controles positivos
donde solo una muestra positiva para N. americanus presentó una curva de denaturación con una ligera
desviación hacia una temperatura mayor pero manteniendo su misma forma, este particular para los
autores no consistió en un motivo para desestimar la técnica a pesar que no se ofrece una explicación a
este evento [21].
PCR – Tiempo real
Esta variación de la técnica para amplificación de material genético por reacción en cadena de la
polimerasa es sin duda la más difundida para el diagnóstico de Uncinarias. Todos los ensayos
desarrollados para esta tecnología se han centrado en la detección del gen ITS-2. En el 2007 Verweij
fue el primero en desarrollar cebadores para la detección de Ancylostoma duodenale, Necator
americanus y Oesophagostomum bifurcum mediante PCR-Tiempo Real. Esta técnica altamente
sensible mostró una fuerte correlación entre carga parasitaria por Kato-Katz y el valor de límite de ciclo
de cada muestra. Además fue utilizada para el análisis de muestras de heces provenientes del norte de
Ghana, de donde se estableció una prevalencia del 88.5% de muestras positivas para N. americanus,
6.8% de muestras positivas para A. duodenale y 30.4% para O. bifurcum, dentro de estos resultados el
6.2% correspondió a co-infecciones de N. americanus y A. duodenale y un 29.8% a co-infecciones entre
pág. 5801
N. americanus y O. bifurcum [28]. Posteriormente otros autores usaron estos mismos cebadores para
sus estudios, entre ellos destaca Basuni y colaboradores quienes en el 2011 desarrolló una PCR
Multiplex en Tiempo real para la detección de cuatro parásitos más un control negativo (A.
Lumbricoides, S. Stercolaris, A. duodenale, N. americanus y Herpes-virus porcino respectivamente).
Esta aplicación mostró ser altamente específica y sensible, y posteriormente fue aplicada en el
procesamiento de 225 muestras fecales procedentes del Hospital Universiti Sains Malaysia (HUSM), la
estimación obtenida fue del 15.1% de muestras positivas para Uncinarias (N. Americanus y A.
duodenale con el 8.9% y 6.2% respectivamente) siendo esta la parasitosis más común detectada según
este estudio. La técnica permitió un incremento de 6.6 veces más en la detección de helmintos en
relación a estudios microscópicos [8], [29].
Jonker y colaboradores en el 2012 utilizando los mismos cebadores desarrollados por Verweij en el
2007 lograron establecer la prevalencia de N. americanus y A. duodenale en niños de 6 a 60 meses
desde el 2002 hasta el 2004 en regiones urbanas y rurales del Sur de Malawi. En donde el 26.1% y el
4.9% de las muestras fueron positivas para A. duodenale y N. americanus respectivamente. [30]. Mejía
y colaboradores mediante estas mismas secuencias procesaron 400 muestras de heces de niños de 13
meses de edad y 125 muestras de niños de entre 8 a 14 años. La población estudiada correspondió al
distrito de Quinindé, provincia de Esmeraldas en Ecuador, únicamente dos niños de 13 meses de edad
resultaron positivos para A. duodenale [31]. Estos mismos cebadores fueron utilizados también por van
Mens y colaboradores en el 2013 en muestras de heces de niños procedentes de zonas rurales y urbanas
del Sur de Ghana en edad escolar. Se confirmó por biología molecular el 96% de los casos
diagnosticados previamente por microscopía para la presencia de N. Americanus, adicionalmente se
pudieron detectar 20 casos positivos para este nematodo en muestras que habían sido descartadas por
microscopía. No se reportó ningún caso de A. duodenale [32].
En el 2012 Wang y colaboradores desarrollaron basados en el mismo gen, un ensayo para PCR-Tiempo
Real para evaluar exclusivamente N. americanus a partir de muestras de heces humanas. Mediante esta
técnica se logró detectar una prevalencia de 22.69% de positivos contra el 13.89% de positivos mediante
Kato-Katz y el 16.2% de positivos conseguido mediante PCR convencional usando el mismo juego de
cebadores. Destacando así la alta sensibilidad de la técnica [33].
N. americanus y O. bifurcum [28]. Posteriormente otros autores usaron estos mismos cebadores para
sus estudios, entre ellos destaca Basuni y colaboradores quienes en el 2011 desarrolló una PCR
Multiplex en Tiempo real para la detección de cuatro parásitos más un control negativo (A.
Lumbricoides, S. Stercolaris, A. duodenale, N. americanus y Herpes-virus porcino respectivamente).
Esta aplicación mostró ser altamente específica y sensible, y posteriormente fue aplicada en el
procesamiento de 225 muestras fecales procedentes del Hospital Universiti Sains Malaysia (HUSM), la
estimación obtenida fue del 15.1% de muestras positivas para Uncinarias (N. Americanus y A.
duodenale con el 8.9% y 6.2% respectivamente) siendo esta la parasitosis más común detectada según
este estudio. La técnica permitió un incremento de 6.6 veces más en la detección de helmintos en
relación a estudios microscópicos [8], [29].
Jonker y colaboradores en el 2012 utilizando los mismos cebadores desarrollados por Verweij en el
2007 lograron establecer la prevalencia de N. americanus y A. duodenale en niños de 6 a 60 meses
desde el 2002 hasta el 2004 en regiones urbanas y rurales del Sur de Malawi. En donde el 26.1% y el
4.9% de las muestras fueron positivas para A. duodenale y N. americanus respectivamente. [30]. Mejía
y colaboradores mediante estas mismas secuencias procesaron 400 muestras de heces de niños de 13
meses de edad y 125 muestras de niños de entre 8 a 14 años. La población estudiada correspondió al
distrito de Quinindé, provincia de Esmeraldas en Ecuador, únicamente dos niños de 13 meses de edad
resultaron positivos para A. duodenale [31]. Estos mismos cebadores fueron utilizados también por van
Mens y colaboradores en el 2013 en muestras de heces de niños procedentes de zonas rurales y urbanas
del Sur de Ghana en edad escolar. Se confirmó por biología molecular el 96% de los casos
diagnosticados previamente por microscopía para la presencia de N. Americanus, adicionalmente se
pudieron detectar 20 casos positivos para este nematodo en muestras que habían sido descartadas por
microscopía. No se reportó ningún caso de A. duodenale [32].
En el 2012 Wang y colaboradores desarrollaron basados en el mismo gen, un ensayo para PCR-Tiempo
Real para evaluar exclusivamente N. americanus a partir de muestras de heces humanas. Mediante esta
técnica se logró detectar una prevalencia de 22.69% de positivos contra el 13.89% de positivos mediante
Kato-Katz y el 16.2% de positivos conseguido mediante PCR convencional usando el mismo juego de
cebadores. Destacando así la alta sensibilidad de la técnica [33].
pág. 5802
Ascariasis: Ascaris lumbricoides
Ascariasis es la helmintiasis intestinal más frecuente en el mundo, aproximadamente 1,4 billones de
personas están infectadas, sobre todo en África, Latinoamérica y zonas de Asia[34]. En Ecuador hasta
el 63% de personas estarían infestadas especialmente en áreas tropicales y rurales según un estudio
realizado por Cooper y colaboradores en el 2003 en escuelas rurales de las provincias de Pichincha y
Esmeraldas [35]. La distribución del parásito está ampliamente diseminada en áreas tropicales donde
las personas acostumbran defecar a ras del suelo, los huevos depositados con las heces maduran a su
forma infectante bajo condiciones de humedad y temperatura adecuadas. Los huevos al ser ingeridos
por el hombre ingresan al tubo digestivo donde se produce su eclosión a larvas que atraviesan la mucosa
intestinal, alcanza la circulación y posteriormente llegan a los pulmones, y desde ahí invaden los
alveolos pulmonares pasando a los bronquios. Mediante la tos y la deglución reaparecen en el intestino
delgado transformados en adultos, tiempo durante el cual dan lugar a la excreción de huevos en heces,
iniciando el ciclo nuevamente.
PCR-Fragmentos de Restricción de Longitud Polimórfica.
Ascaris suum y Ascaris lumbricoides, constituyen dos especies diferentes, pero estrechamente
relacionadas. Zhu y colaboradores (1998), caracterizaron Ascaris lumbricoides de muestras colectadas
en fase adulta de pacientes humanos tratados con antihelmínticos, y Ascaris suum de porcinos
sacrificados. La secuencia ITS-1 de la región ribosomal (rDNA) fue amplificada mediante la técnica
PCR-Polimorfismos de Longitud de Fragmentos de Restricción (PCR-RFLP). Los productos de la
amplificación fueron digeridos con HaeIII para muestras de pacientes humanos, obteniendo patrones
de restricción específicos que permitieron una diferenciación de estos parásitos [36], [37].
PCR-Tiempo Real
En el año 2011 se reporta el primer trabajo de aplicación de PCR–tiempo real para el diagnóstico de A.
lumbricoides en muestras biológicas. Basuni y colaboradores diseñaron una pentaplex PCR en tiempo
real para el diagnóstico de cuatro parásitos entre los que se incluyó a Ascaris lumbricoides. La
amplificación de un fragmento del gen ITS1 de éste parásito reportó una mayor sensibilidad que la
hallada por métodos de parasitología convencional, un año más tarde se aplicó el mismo protocolo para
el diagnóstico de pacientes que acudieron al Hospital Universiti Sains Maylasia con síntomas de
Ascariasis: Ascaris lumbricoides
Ascariasis es la helmintiasis intestinal más frecuente en el mundo, aproximadamente 1,4 billones de
personas están infectadas, sobre todo en África, Latinoamérica y zonas de Asia[34]. En Ecuador hasta
el 63% de personas estarían infestadas especialmente en áreas tropicales y rurales según un estudio
realizado por Cooper y colaboradores en el 2003 en escuelas rurales de las provincias de Pichincha y
Esmeraldas [35]. La distribución del parásito está ampliamente diseminada en áreas tropicales donde
las personas acostumbran defecar a ras del suelo, los huevos depositados con las heces maduran a su
forma infectante bajo condiciones de humedad y temperatura adecuadas. Los huevos al ser ingeridos
por el hombre ingresan al tubo digestivo donde se produce su eclosión a larvas que atraviesan la mucosa
intestinal, alcanza la circulación y posteriormente llegan a los pulmones, y desde ahí invaden los
alveolos pulmonares pasando a los bronquios. Mediante la tos y la deglución reaparecen en el intestino
delgado transformados en adultos, tiempo durante el cual dan lugar a la excreción de huevos en heces,
iniciando el ciclo nuevamente.
PCR-Fragmentos de Restricción de Longitud Polimórfica.
Ascaris suum y Ascaris lumbricoides, constituyen dos especies diferentes, pero estrechamente
relacionadas. Zhu y colaboradores (1998), caracterizaron Ascaris lumbricoides de muestras colectadas
en fase adulta de pacientes humanos tratados con antihelmínticos, y Ascaris suum de porcinos
sacrificados. La secuencia ITS-1 de la región ribosomal (rDNA) fue amplificada mediante la técnica
PCR-Polimorfismos de Longitud de Fragmentos de Restricción (PCR-RFLP). Los productos de la
amplificación fueron digeridos con HaeIII para muestras de pacientes humanos, obteniendo patrones
de restricción específicos que permitieron una diferenciación de estos parásitos [36], [37].
PCR-Tiempo Real
En el año 2011 se reporta el primer trabajo de aplicación de PCR–tiempo real para el diagnóstico de A.
lumbricoides en muestras biológicas. Basuni y colaboradores diseñaron una pentaplex PCR en tiempo
real para el diagnóstico de cuatro parásitos entre los que se incluyó a Ascaris lumbricoides. La
amplificación de un fragmento del gen ITS1 de éste parásito reportó una mayor sensibilidad que la
hallada por métodos de parasitología convencional, un año más tarde se aplicó el mismo protocolo para
el diagnóstico de pacientes que acudieron al Hospital Universiti Sains Maylasia con síntomas de
pág. 5803
desórdenes gastrointestinales. Dentro de los resultados reportados por biología molecular para A.
lumbricoides, se identificaron como positivas a 2 muestras más de las 5 diagnosticadas por métodos
convencionales demostrando una mayor sensibilidad para este método molecular [8], [29].
Luminex
Taniuchi y colaboradores en el 2011, utilizando el gen ITS1 desarrollaron una técnica de detección
mediante tecnología PCR – tiempo real Luminex, el protocolo obtenido mostró una alta sensibilidad y
especificidad. Al contrastar los resultados obtenidos por luminex contra PCR - tiempo real, se
confirmaron 20 muestras positivas y 71 negativas para este parásito. El autor concluye que este método
puede constituir una alternativa eficiente para diagnósticos clínicos sobre todo en laboratorios que no
dispongan de un equipo de PCR - tiempo real [5].
Estrongiloidiasis - Strongyloides stercolaris
La estrongiloidiasis es causada por el nematodo Strongyloides stercolaris, geohelmínto generalmente
localizado en el intestino delgado del ser humano. Una gran proporción de las infecciones permanecen
asintomáticas, pero existe una morbi-mortalidad importante relacionada con esta parasitosis en
pacientes inmunocomprometidos, donde el parásito se disemina a otros órganos gracias a su capacidad
de autoinfección no controlada, produciendo fallas letales en más del 85% de los casos [38]. Representa
una enfermedad endémica en áreas tropicales y subtropicales del mundo que incluyen a Europa,
América y Sureste de Asia. Se estima que de 30 a 100 millones de personas en el mundo se encuentren
infectadas con este parásito [39], sin embargo la verdadera prevalencia esta aun en duda debido a la
falta de herramientas de diagnóstico estandarizadas [40].
Partenogénicamente Strongyloides tiene dos ciclos de vida, el ciclo de vida libre y el ciclo de vida
parasitario. La larva filariforme que se encuentra en el suelo cumpliendo de ciclo de vida libre infecta
al humano atravesando la piel por penetración, ingresando a la circulación sanguínea e iniciando el ciclo
parasitario. En casos de autoinfección, S. stercoralis es capaz de madurar al estado filariforme infectivo,
en el lumen intestinal, penetrar la mucosa intestinal y causar una infección crónica que puede llegar a
sistemas cutáneos, gastrointestinales y pulmonares del paciente dependiendo de la respuesta inmunitaria
del mismo.
desórdenes gastrointestinales. Dentro de los resultados reportados por biología molecular para A.
lumbricoides, se identificaron como positivas a 2 muestras más de las 5 diagnosticadas por métodos
convencionales demostrando una mayor sensibilidad para este método molecular [8], [29].
Luminex
Taniuchi y colaboradores en el 2011, utilizando el gen ITS1 desarrollaron una técnica de detección
mediante tecnología PCR – tiempo real Luminex, el protocolo obtenido mostró una alta sensibilidad y
especificidad. Al contrastar los resultados obtenidos por luminex contra PCR - tiempo real, se
confirmaron 20 muestras positivas y 71 negativas para este parásito. El autor concluye que este método
puede constituir una alternativa eficiente para diagnósticos clínicos sobre todo en laboratorios que no
dispongan de un equipo de PCR - tiempo real [5].
Estrongiloidiasis - Strongyloides stercolaris
La estrongiloidiasis es causada por el nematodo Strongyloides stercolaris, geohelmínto generalmente
localizado en el intestino delgado del ser humano. Una gran proporción de las infecciones permanecen
asintomáticas, pero existe una morbi-mortalidad importante relacionada con esta parasitosis en
pacientes inmunocomprometidos, donde el parásito se disemina a otros órganos gracias a su capacidad
de autoinfección no controlada, produciendo fallas letales en más del 85% de los casos [38]. Representa
una enfermedad endémica en áreas tropicales y subtropicales del mundo que incluyen a Europa,
América y Sureste de Asia. Se estima que de 30 a 100 millones de personas en el mundo se encuentren
infectadas con este parásito [39], sin embargo la verdadera prevalencia esta aun en duda debido a la
falta de herramientas de diagnóstico estandarizadas [40].
Partenogénicamente Strongyloides tiene dos ciclos de vida, el ciclo de vida libre y el ciclo de vida
parasitario. La larva filariforme que se encuentra en el suelo cumpliendo de ciclo de vida libre infecta
al humano atravesando la piel por penetración, ingresando a la circulación sanguínea e iniciando el ciclo
parasitario. En casos de autoinfección, S. stercoralis es capaz de madurar al estado filariforme infectivo,
en el lumen intestinal, penetrar la mucosa intestinal y causar una infección crónica que puede llegar a
sistemas cutáneos, gastrointestinales y pulmonares del paciente dependiendo de la respuesta inmunitaria
del mismo.
pág. 5804
En la mayoría de países en vías de desarrollo el método de diagnóstico de S. stercolaris consiste en la
observación por microscopia de larvas del parásito [41], [42]. Sin embargo está limitada por la carga
larvaria y la experticia del observador lo cual compromete la estimación real de la prevalencia [40],
[43], [44]. Métodos de diagnóstico que utilizan herramientas inmunológicas como el inmuno-ensayo
enzimático (ELISA), inmunofluorescencia indirecta (IFA) y Western Blot también se han reportado con
una sensibilidad y especificidad variable dependiente del antígeno y protocolos utilizados [40], [45].
Mientras que ensayos de biología molecular muestran una mayor fiabilidad en el diagnostico S.
stercoralis, según reportan algunos estudios realizados [45], [46].
PCR - Reacción En Cadena De La Polimerasa
Mediante esta tecnología se han realizado dos trabajos de identificación, Moghaddassani y
colaboradores en el 2011 analizaron los genes rDNA, mientras que Repetto y colaboradores en el 2013
estudiaron el gen 18S RNA. Los resultados alcanzados comprueban la alta sensibilidad de los métodos
moleculares contra la de los métodos de detección tradicionales, permitiendo identificar muestras que
habían sido reportados como negativos bajo cultivo en agar [47], [48].
PCR-Anidada
Nilforoushan y colaboradores en el año 2007 diseñaron un ensayo de detección mediante esta tecnología
analizando un fragmento del gen ITS-1. Esta técnica fue inicialmente probada en controles usando la
secuenciación de cada amplicón para confirmar la especificidad de la técnica [46]. En el 2008 Kía y
colaboradores usaron este protocolo para la identificación de larvas obtenidas a partir de coprocultivos
de un paciente con diagnóstico de leucemia linfocítica crónica. Mediante esta técnica de biología
molecular fue posible confirmar el diagnóstico de S. stercoralis [49].
En el año 2013, Ahmad y colaboradores realizaron un estudio comparativo en una comunidad altamente
endémica de Malasia en muestras de 54 individuos, contrastaron el protocolo utilizado por Nilforoushan
y colaboradores (2007) contra el análisis microscópico y ELISA. El análisis inmunológico de las
muestras detectó 17 positivas en contraste con el método de microscopía para el que todas las muestras
fueron negativas a la presencia del parásito. Sin embargo, al procesar las muestras por biología
molecular solo 3 de las 17 muestras identificadas como positivas mediante ELISA pudieron ser
confirmadas, estos resultados son atribuidos a una baja carga parasitaria y a reacciones cruzadas del
En la mayoría de países en vías de desarrollo el método de diagnóstico de S. stercolaris consiste en la
observación por microscopia de larvas del parásito [41], [42]. Sin embargo está limitada por la carga
larvaria y la experticia del observador lo cual compromete la estimación real de la prevalencia [40],
[43], [44]. Métodos de diagnóstico que utilizan herramientas inmunológicas como el inmuno-ensayo
enzimático (ELISA), inmunofluorescencia indirecta (IFA) y Western Blot también se han reportado con
una sensibilidad y especificidad variable dependiente del antígeno y protocolos utilizados [40], [45].
Mientras que ensayos de biología molecular muestran una mayor fiabilidad en el diagnostico S.
stercoralis, según reportan algunos estudios realizados [45], [46].
PCR - Reacción En Cadena De La Polimerasa
Mediante esta tecnología se han realizado dos trabajos de identificación, Moghaddassani y
colaboradores en el 2011 analizaron los genes rDNA, mientras que Repetto y colaboradores en el 2013
estudiaron el gen 18S RNA. Los resultados alcanzados comprueban la alta sensibilidad de los métodos
moleculares contra la de los métodos de detección tradicionales, permitiendo identificar muestras que
habían sido reportados como negativos bajo cultivo en agar [47], [48].
PCR-Anidada
Nilforoushan y colaboradores en el año 2007 diseñaron un ensayo de detección mediante esta tecnología
analizando un fragmento del gen ITS-1. Esta técnica fue inicialmente probada en controles usando la
secuenciación de cada amplicón para confirmar la especificidad de la técnica [46]. En el 2008 Kía y
colaboradores usaron este protocolo para la identificación de larvas obtenidas a partir de coprocultivos
de un paciente con diagnóstico de leucemia linfocítica crónica. Mediante esta técnica de biología
molecular fue posible confirmar el diagnóstico de S. stercoralis [49].
En el año 2013, Ahmad y colaboradores realizaron un estudio comparativo en una comunidad altamente
endémica de Malasia en muestras de 54 individuos, contrastaron el protocolo utilizado por Nilforoushan
y colaboradores (2007) contra el análisis microscópico y ELISA. El análisis inmunológico de las
muestras detectó 17 positivas en contraste con el método de microscopía para el que todas las muestras
fueron negativas a la presencia del parásito. Sin embargo, al procesar las muestras por biología
molecular solo 3 de las 17 muestras identificadas como positivas mediante ELISA pudieron ser
confirmadas, estos resultados son atribuidos a una baja carga parasitaria y a reacciones cruzadas del
pág. 5805
inmuno-ensayo usado en esta investigación. El autor sugiere el uso de técnicas moleculares para la
estimación de prevalencias y diagnóstico pero no descarta la aplicación de microscopia con muestras
seriadas y ELISA para la evaluación de la efectividad de antiparasitarios [40].
El protocolo desarrollado por Nilforoushan y colaboradores, 2007 había sido convertido en un referente
para el diagnóstico de S. stercoralis por PCR-Anidada, sin embargo, Moghaddassani y colaboradores
en el 2011 demostraron que el protocolo de PCR convencional desarrollado en su estudio resultó ser
tan específico, pero mucho más sensible que el de Nilforoushan. Se analizaron 782 muestras de heces
de las cuales 16 fueron diagnosticadas por el protocolo de PCR convencional, pero solo 12 por el
protocolo de Nilforoushan. Este desempeño se atribuye al reducido tamaño del amplicón de la PCR
convencional que le permite una mayor eficiencia para amplificar sin comprometer la especificidad del
diagnóstico [47].
PCR-Tiempo Real
Verweij y colaboradores en el 2009 desarrollaron el primer ensayo usando PCR- Tiempo Real para la
detección de S. stercoralis. Encontraron que al utilizar un fragmento del gen 18S rRNA se obtenía una
sensibilidad de 10 a 100 veces mayor que la obtenida al usar un fragmento del gen Citocromo C Oxidasa
subunidad I o al evaluar una secuencia repetitiva especifica de S. stercoralis. Al evaluar esta técnica
contra métodos tradicionales de identificación como Baermann y coprocultivo, se estableció que posee
una especificidad del 100% y una alta sensibilidad. A pesar de la alta sensibilidad encontrada, ésta
técnica presentó un falso negativo en una muestra confirmada por duplicado por Baermann y
coprocultivo, el autor adujo este resultado a la pequeña cantidad de muestra utilizada para la extracción
de ADN que es 40 veces más pequeña a la utilizada en los métodos tradicionales, esto sin descartar la
posibilidad de una identificación errónea de la larva mediante microscopia [45]. Hove y colaboradores
usaron esta metodología para diagnosticar 21 muestras para S. stercoralis de entre 2591 muestras de
pacientes que acudieron al Instituto de Medicina Tropical de Bélgica con problemas gastrointestinales
con historial de viajes a países tropicales [50]. Basuni y colaboradores en el 2009 usaron estos cebadores
para desarrollar una pentaplex pasada en PCR-Tiempo Real. Demostraron que la sensibilidad de estos
permite la identificación de hasta 10 copias del gen. Posteriormente utilizaron esta Pentaplex para la
identificación de muestras de 225 pacientes con desordenes gastrointestinales generales pertenecientes
inmuno-ensayo usado en esta investigación. El autor sugiere el uso de técnicas moleculares para la
estimación de prevalencias y diagnóstico pero no descarta la aplicación de microscopia con muestras
seriadas y ELISA para la evaluación de la efectividad de antiparasitarios [40].
El protocolo desarrollado por Nilforoushan y colaboradores, 2007 había sido convertido en un referente
para el diagnóstico de S. stercoralis por PCR-Anidada, sin embargo, Moghaddassani y colaboradores
en el 2011 demostraron que el protocolo de PCR convencional desarrollado en su estudio resultó ser
tan específico, pero mucho más sensible que el de Nilforoushan. Se analizaron 782 muestras de heces
de las cuales 16 fueron diagnosticadas por el protocolo de PCR convencional, pero solo 12 por el
protocolo de Nilforoushan. Este desempeño se atribuye al reducido tamaño del amplicón de la PCR
convencional que le permite una mayor eficiencia para amplificar sin comprometer la especificidad del
diagnóstico [47].
PCR-Tiempo Real
Verweij y colaboradores en el 2009 desarrollaron el primer ensayo usando PCR- Tiempo Real para la
detección de S. stercoralis. Encontraron que al utilizar un fragmento del gen 18S rRNA se obtenía una
sensibilidad de 10 a 100 veces mayor que la obtenida al usar un fragmento del gen Citocromo C Oxidasa
subunidad I o al evaluar una secuencia repetitiva especifica de S. stercoralis. Al evaluar esta técnica
contra métodos tradicionales de identificación como Baermann y coprocultivo, se estableció que posee
una especificidad del 100% y una alta sensibilidad. A pesar de la alta sensibilidad encontrada, ésta
técnica presentó un falso negativo en una muestra confirmada por duplicado por Baermann y
coprocultivo, el autor adujo este resultado a la pequeña cantidad de muestra utilizada para la extracción
de ADN que es 40 veces más pequeña a la utilizada en los métodos tradicionales, esto sin descartar la
posibilidad de una identificación errónea de la larva mediante microscopia [45]. Hove y colaboradores
usaron esta metodología para diagnosticar 21 muestras para S. stercoralis de entre 2591 muestras de
pacientes que acudieron al Instituto de Medicina Tropical de Bélgica con problemas gastrointestinales
con historial de viajes a países tropicales [50]. Basuni y colaboradores en el 2009 usaron estos cebadores
para desarrollar una pentaplex pasada en PCR-Tiempo Real. Demostraron que la sensibilidad de estos
permite la identificación de hasta 10 copias del gen. Posteriormente utilizaron esta Pentaplex para la
identificación de muestras de 225 pacientes con desordenes gastrointestinales generales pertenecientes
pág. 5806
del Hospital Universidad de Sains Malaysia, encontrando una prevalencia de S. stercoralis de 2.2%,
casos que fueron reportados como negativos mediante microscopía [8], [51]. Rayman y colaboradores
usaron los cebadores de Verweij para procesar 115 muestras de heces de las cuales 16 fueron reportadas
como positivas por Baerman, 18 por Cultivo en Agar Plato, 11 por cultivo en agar Harada-Mory y 13
por Concentración mediante Formalin Etilacetato. Mediante PCR- Tiempo Real se logró confirmar las
23 muestras como positivas, incluyendo a 18 muestras que habían sido identificadas exitosamente por
métodos tradicionales estableciendo con esto una elevada sensibilidad y sensibilidad del 94.8% gracias
al uso de la sonda altamente específica usada en el ensayo [52].
En el 2013 Schära y colaboradores aplicaron esta misma técnica en 218 muestras de escolares
asintomáticos de una región de Cambodia logrando establecer una prevalencia de 17.4% para S.
stercoralis, con una sensibilidad y especificidad del 61% y 92,7% respectivamente obtenida mediante
contraste con métodos tradicionales (Baermann, Koga Agar y Kato-katz). [53]. Mejía en el mismo año
condujo un estudio incluyendo 400 muestras fecales procedentes de niños de 13 meses de edad de una
provincia de Ecuador encontrando una prevalencia de 0,75% para S. stercoralis, estas 3 muestras
identificadas por PCR-Tiempo Real fueron negativas durante el análisis microscópico, lo cual habla de
la elevada sensibilidad de la técnica [31].
Por otro lado, Sultana y colaboradores en el año 2013 conduce un estudio para evaluar la sensibilidad
del método descrito por Verweij y colaboradores (2009) contra el análisis de muestras cultivadas en
medio Harada-Mori. Son analizadas 160 muestras de personas provenientes de Bangladesh. Una vez
clasificadas las muestras de acuerdo a su carga parasitaria según el cultivo en medio Harada-Mori, se
confirman el 100% de las muestras con carga parasitaria alta, pero solo el 15% de las muestras con
carga parasitaria baja son diagnosticadas. Este bajo rendimiento se aduce a las condiciones de
almacenamiento de las muestras por tiempo prolongado (12 meses a -20°C), a pesar de esto el autor
sugiere el uso de biología molecular para el diagnóstico clínico de S. stercoralis solo en personas con
una carga larvaria de moderada a elevada, contrastando a todos los análisis realizados anteriormente
sobre la identificación molecular de este parásito [8], [31], [45], [51], [52], [54].
HRM - Curvas de disociación de alta resolución
del Hospital Universidad de Sains Malaysia, encontrando una prevalencia de S. stercoralis de 2.2%,
casos que fueron reportados como negativos mediante microscopía [8], [51]. Rayman y colaboradores
usaron los cebadores de Verweij para procesar 115 muestras de heces de las cuales 16 fueron reportadas
como positivas por Baerman, 18 por Cultivo en Agar Plato, 11 por cultivo en agar Harada-Mory y 13
por Concentración mediante Formalin Etilacetato. Mediante PCR- Tiempo Real se logró confirmar las
23 muestras como positivas, incluyendo a 18 muestras que habían sido identificadas exitosamente por
métodos tradicionales estableciendo con esto una elevada sensibilidad y sensibilidad del 94.8% gracias
al uso de la sonda altamente específica usada en el ensayo [52].
En el 2013 Schära y colaboradores aplicaron esta misma técnica en 218 muestras de escolares
asintomáticos de una región de Cambodia logrando establecer una prevalencia de 17.4% para S.
stercoralis, con una sensibilidad y especificidad del 61% y 92,7% respectivamente obtenida mediante
contraste con métodos tradicionales (Baermann, Koga Agar y Kato-katz). [53]. Mejía en el mismo año
condujo un estudio incluyendo 400 muestras fecales procedentes de niños de 13 meses de edad de una
provincia de Ecuador encontrando una prevalencia de 0,75% para S. stercoralis, estas 3 muestras
identificadas por PCR-Tiempo Real fueron negativas durante el análisis microscópico, lo cual habla de
la elevada sensibilidad de la técnica [31].
Por otro lado, Sultana y colaboradores en el año 2013 conduce un estudio para evaluar la sensibilidad
del método descrito por Verweij y colaboradores (2009) contra el análisis de muestras cultivadas en
medio Harada-Mori. Son analizadas 160 muestras de personas provenientes de Bangladesh. Una vez
clasificadas las muestras de acuerdo a su carga parasitaria según el cultivo en medio Harada-Mori, se
confirman el 100% de las muestras con carga parasitaria alta, pero solo el 15% de las muestras con
carga parasitaria baja son diagnosticadas. Este bajo rendimiento se aduce a las condiciones de
almacenamiento de las muestras por tiempo prolongado (12 meses a -20°C), a pesar de esto el autor
sugiere el uso de biología molecular para el diagnóstico clínico de S. stercoralis solo en personas con
una carga larvaria de moderada a elevada, contrastando a todos los análisis realizados anteriormente
sobre la identificación molecular de este parásito [8], [31], [45], [51], [52], [54].
HRM - Curvas de disociación de alta resolución
pág. 5807
Janwan, 2011 desarrollo un método de diagnóstico utilizando una PCR duplex en tiempo real HRM de
Strongyloides stercoralis en muestras fecales, los cebadores usaban como diana a un fragmento del gen
18S rRNA. Tras este análisis se logró establecer que el límite de detección de este método fue de cuatro
larvas de S. stercoralis en 100 mg de muestra fecal, está técnica fue capaz de detectar infecciones en
muestras de heces negativas por otros métodos y al mismo tiempo no mostró resultados cruzados en
muestras con otros parásitos. [55]
LUMINEX
Taniuchi y colaboradores desarrollaron una aplicación alternativa de diagnóstico molecular basada en
tecnología Luminex. Este ensayo se desarrolló usando los mismos cebadores desarrollados por Verweij
y colaboradores en el 2009, variando únicamente la sonda usada en el ensayo de PCR-Tiempo Real con
una sonda diseñada para tecnología Luminex. Se analizaron 91 muestras para la identificación de S.
stercoralis contrastando el método original de Verweij (2009) con el desarrollado en esta investigación,
18 muestras se reportaron como positivas por el método Luminex de las cuales 16 habían sido
previamente identificadas por PCR-Tiempo Real alcanzando una sensibilidad promedio del 95% y una
especificidad promedio del 96% [5].
Angiostrongiloidiasis: Angiostrongylus Cantonensis
La Angiostrongiloidiasis es una parasitosis que afecta fundamentalmente a roedores en donde el ser
humano actúa como hospedero accidental al ingerir larvas en estadío infectante. La forma madura de
Angiostrongylus cantonensis se aloja en las arterias pulmonares de los roedores, donde copulan y
liberan huevos los cuales alcanzan los capilares pulmonares gracias al torrente circulatorio, una vez ahí
eclosionan liberando larvas de primer estadío (L1), estas se abren paso para volver a ser deglutidas y
posteriormente expulsadas al exterior para ser ingeridas por hospederos intermediarios que
generalmente son moluscos, caracoles y babosas. Las larvas sufren dos transformaciones hasta
convertirse en al tercer estadío, su forma infectante (L3). Posteriormente estos hospederos intermedios
son ingeridos por hospederos definitivos en donde migran al encéfalo y sufren dos mudas alcanzando
el estadío de adulto juvenil (L5) desde el cual regresan por el sistema venoso hacia llegar a las arterias
pulmonares, volviendo a iniciar el ciclo.
Janwan, 2011 desarrollo un método de diagnóstico utilizando una PCR duplex en tiempo real HRM de
Strongyloides stercoralis en muestras fecales, los cebadores usaban como diana a un fragmento del gen
18S rRNA. Tras este análisis se logró establecer que el límite de detección de este método fue de cuatro
larvas de S. stercoralis en 100 mg de muestra fecal, está técnica fue capaz de detectar infecciones en
muestras de heces negativas por otros métodos y al mismo tiempo no mostró resultados cruzados en
muestras con otros parásitos. [55]
LUMINEX
Taniuchi y colaboradores desarrollaron una aplicación alternativa de diagnóstico molecular basada en
tecnología Luminex. Este ensayo se desarrolló usando los mismos cebadores desarrollados por Verweij
y colaboradores en el 2009, variando únicamente la sonda usada en el ensayo de PCR-Tiempo Real con
una sonda diseñada para tecnología Luminex. Se analizaron 91 muestras para la identificación de S.
stercoralis contrastando el método original de Verweij (2009) con el desarrollado en esta investigación,
18 muestras se reportaron como positivas por el método Luminex de las cuales 16 habían sido
previamente identificadas por PCR-Tiempo Real alcanzando una sensibilidad promedio del 95% y una
especificidad promedio del 96% [5].
Angiostrongiloidiasis: Angiostrongylus Cantonensis
La Angiostrongiloidiasis es una parasitosis que afecta fundamentalmente a roedores en donde el ser
humano actúa como hospedero accidental al ingerir larvas en estadío infectante. La forma madura de
Angiostrongylus cantonensis se aloja en las arterias pulmonares de los roedores, donde copulan y
liberan huevos los cuales alcanzan los capilares pulmonares gracias al torrente circulatorio, una vez ahí
eclosionan liberando larvas de primer estadío (L1), estas se abren paso para volver a ser deglutidas y
posteriormente expulsadas al exterior para ser ingeridas por hospederos intermediarios que
generalmente son moluscos, caracoles y babosas. Las larvas sufren dos transformaciones hasta
convertirse en al tercer estadío, su forma infectante (L3). Posteriormente estos hospederos intermedios
son ingeridos por hospederos definitivos en donde migran al encéfalo y sufren dos mudas alcanzando
el estadío de adulto juvenil (L5) desde el cual regresan por el sistema venoso hacia llegar a las arterias
pulmonares, volviendo a iniciar el ciclo.
pág. 5808
El humano representa un hospedero accidental dentro del ciclo de vida de este parásito, infectándose al
ingerir caracoles, vegetales crudos o mal cocidos que están contaminados con larvas infectantes (L3),
en el cual una vez ingeridas atraviesan la pared intestinal alcanzando la circulación arterial, luego la
circulación encefalomeníngea donde se establecen horas después de la infección [56], [57].
La infección con Angiostrongylus cantonensis en humanos se relaciona con la meningitis eosinofílica
y el diagnóstico clínico tradicionalmente ha sido realizado mediante microscopía del líquido céfalo-
raquídeo. Sin embargo, este método frecuentemente conlleva a la aparición de falsos negativos hasta en
la mitad de los casos estudiados debido a la baja sensibilidad de los métodos tradicionales entre los
cuales se encuentran los basados en microscopía e inmunológicos [58], [59]. Como alternativa, los
métodos moleculares permiten la identificación del material genético de este parásito en muestras
biológicas como evidencia de su presencia y puede emplearse para su detección en fluidos, tejidos y
secreciones tanto de los hospederos intermediarios como de los definitivos [60]–[62].
PCR - Reacción En Cadena De La Polimerasa
Los métodos de PCR convencional se han utilizado frecuentemente como una alternativa a la búsqueda
por observación directa del parásito en moluscos intermediarios con el fin de determinar la distribución
del parásito en el ambiente, Qvarnstrom en el 2007 desarrolló una prueba que detecta A. cantonensis
directamente de secreciones y tejido del molusco Parmarion martensi, una de las especies de caracol
consideradas plagas en Hawaii por su amplia distribución y potencialidad para transmitir el parásito
[63]. El método de detección utiliza como marcador un fragmento del gen 18s rRNA. Este protocolo
permitió la identificación de hasta una larva (L3) de A.cantonensis por cada miligramo de tejido o por
cada 0,3g de secreciones de caracol, sin embargo la región elegida demostró no ser específica para este
parásito, pues se obtuvieron resultados cruzados con otros parásitos endémicos de la zona de muestreo
[60]. Este se constituye en el único trabajo realizado a partir del gen 18s rRNA.
Al siguiente año Fontanilla y Wade desarrollaron un método de identificación de nematodos extraídos
del molusco Laevicaulis altae usando como diana un fragmento del gen SSU rRNA del género
Ancylostoma, cada amplicón generado fue secuenciado para poder establecer una clara identificación
del parásito, logrando la diferenciación de A.cantonensis, A. costarricencis y A. vasorum en las muestras
de tejido analizadas [61].
El humano representa un hospedero accidental dentro del ciclo de vida de este parásito, infectándose al
ingerir caracoles, vegetales crudos o mal cocidos que están contaminados con larvas infectantes (L3),
en el cual una vez ingeridas atraviesan la pared intestinal alcanzando la circulación arterial, luego la
circulación encefalomeníngea donde se establecen horas después de la infección [56], [57].
La infección con Angiostrongylus cantonensis en humanos se relaciona con la meningitis eosinofílica
y el diagnóstico clínico tradicionalmente ha sido realizado mediante microscopía del líquido céfalo-
raquídeo. Sin embargo, este método frecuentemente conlleva a la aparición de falsos negativos hasta en
la mitad de los casos estudiados debido a la baja sensibilidad de los métodos tradicionales entre los
cuales se encuentran los basados en microscopía e inmunológicos [58], [59]. Como alternativa, los
métodos moleculares permiten la identificación del material genético de este parásito en muestras
biológicas como evidencia de su presencia y puede emplearse para su detección en fluidos, tejidos y
secreciones tanto de los hospederos intermediarios como de los definitivos [60]–[62].
PCR - Reacción En Cadena De La Polimerasa
Los métodos de PCR convencional se han utilizado frecuentemente como una alternativa a la búsqueda
por observación directa del parásito en moluscos intermediarios con el fin de determinar la distribución
del parásito en el ambiente, Qvarnstrom en el 2007 desarrolló una prueba que detecta A. cantonensis
directamente de secreciones y tejido del molusco Parmarion martensi, una de las especies de caracol
consideradas plagas en Hawaii por su amplia distribución y potencialidad para transmitir el parásito
[63]. El método de detección utiliza como marcador un fragmento del gen 18s rRNA. Este protocolo
permitió la identificación de hasta una larva (L3) de A.cantonensis por cada miligramo de tejido o por
cada 0,3g de secreciones de caracol, sin embargo la región elegida demostró no ser específica para este
parásito, pues se obtuvieron resultados cruzados con otros parásitos endémicos de la zona de muestreo
[60]. Este se constituye en el único trabajo realizado a partir del gen 18s rRNA.
Al siguiente año Fontanilla y Wade desarrollaron un método de identificación de nematodos extraídos
del molusco Laevicaulis altae usando como diana un fragmento del gen SSU rRNA del género
Ancylostoma, cada amplicón generado fue secuenciado para poder establecer una clara identificación
del parásito, logrando la diferenciación de A.cantonensis, A. costarricencis y A. vasorum en las muestras
de tejido analizadas [61].
pág. 5809
Hasta la fecha se habían reportado solo trabajos de identificación de este parásito en hospederos
intermediarios como lo constituye Laevicaulis altae o Parmarion martensi, no fue sino hasta el 2013
en donde Eamsobhana y colaboradores desarrollaron un método de identificación de este parásito en
líquido céfalo raquídeo de pacientes con meningitis eosinofílica, constituyéndose en la primera
aplicación de PCR convencional para diagnóstico de A. cantonensis en humanos con esta metodología.
El método propuesto se basó en la identificación de un fragmento del gen que codifica para una proteína
nativa de 66 kDa propia de este parásito. Tras el procesamiento de 10 muestras positivas diagnosticadas
por ELISA\ Inmunoblot se logró confirmar solo a 4 de estos casos por PCR. Estos resultados se
atribuyen a una baja carga parasitaria en las muestras restantes [64].
PCR-Fragmento de Restricción de Longitud Polimórfica
En el 2003 Caldeira y colaboradores utilizaron esta tecnología para la diferenciación e identificación
entre las especies A.cantonensis, A. costarricencis y A. vasorum, aspecto de gran relevancia para el
diagnóstico y control de las enfermedades causadas por Angiostrongylus spp. Para este fin se produjeron
amplificaciones de los genes COI e ITS2, los cuales fueron digeridos con las enzimas RsaI, HapII, AluI,
HaeIII, DdeI y ClaI para obtener patrones característicos de cada una de las especies, solo las enzimas
RsaI y ClaI permitieron obtener patrones de identificación específicos. Esta técnica fue efectiva
independientemente del estadío del parásito (Caldeira et al., 2003).
PCR – Tiempo Real
En búsqueda de métodos más específicos y sensibles para la detección A. cantonensis, Qvarnstrom y
colaboradores en el 2010 publicaron un método que utiliza PCR en tiempo real para amplificar una
fracción del gen ITS1 a partir de tejido de molusco. Los análisis establecieron el límite de detección en
una copia del gen por microlitro de muestra. Este protocolo mostró ser muy específico ya que no se
obtuvieron resultados cruzados con otras parasitosis [65]. Siguiendo la misma línea de investigación
Jarvi y colaboradores (2013) usaron esta metodología para su aplicación en una PCR cuantitativa en
tiempo real (qPCR), la misma que además de demostrar mayor sensibilidad que las técnicas de
microscopía, permitió obtener datos cuantitativos de la infección. Sin embargo, esta elevada
sensibilidad, según el autor, puede ser atribuida a que el análisis molecular a diferencia del microscópico
identifica tanto a larvas vivas como a muertas y a la posible identificación erronea durante el conteo de
Hasta la fecha se habían reportado solo trabajos de identificación de este parásito en hospederos
intermediarios como lo constituye Laevicaulis altae o Parmarion martensi, no fue sino hasta el 2013
en donde Eamsobhana y colaboradores desarrollaron un método de identificación de este parásito en
líquido céfalo raquídeo de pacientes con meningitis eosinofílica, constituyéndose en la primera
aplicación de PCR convencional para diagnóstico de A. cantonensis en humanos con esta metodología.
El método propuesto se basó en la identificación de un fragmento del gen que codifica para una proteína
nativa de 66 kDa propia de este parásito. Tras el procesamiento de 10 muestras positivas diagnosticadas
por ELISA\ Inmunoblot se logró confirmar solo a 4 de estos casos por PCR. Estos resultados se
atribuyen a una baja carga parasitaria en las muestras restantes [64].
PCR-Fragmento de Restricción de Longitud Polimórfica
En el 2003 Caldeira y colaboradores utilizaron esta tecnología para la diferenciación e identificación
entre las especies A.cantonensis, A. costarricencis y A. vasorum, aspecto de gran relevancia para el
diagnóstico y control de las enfermedades causadas por Angiostrongylus spp. Para este fin se produjeron
amplificaciones de los genes COI e ITS2, los cuales fueron digeridos con las enzimas RsaI, HapII, AluI,
HaeIII, DdeI y ClaI para obtener patrones característicos de cada una de las especies, solo las enzimas
RsaI y ClaI permitieron obtener patrones de identificación específicos. Esta técnica fue efectiva
independientemente del estadío del parásito (Caldeira et al., 2003).
PCR – Tiempo Real
En búsqueda de métodos más específicos y sensibles para la detección A. cantonensis, Qvarnstrom y
colaboradores en el 2010 publicaron un método que utiliza PCR en tiempo real para amplificar una
fracción del gen ITS1 a partir de tejido de molusco. Los análisis establecieron el límite de detección en
una copia del gen por microlitro de muestra. Este protocolo mostró ser muy específico ya que no se
obtuvieron resultados cruzados con otras parasitosis [65]. Siguiendo la misma línea de investigación
Jarvi y colaboradores (2013) usaron esta metodología para su aplicación en una PCR cuantitativa en
tiempo real (qPCR), la misma que además de demostrar mayor sensibilidad que las técnicas de
microscopía, permitió obtener datos cuantitativos de la infección. Sin embargo, esta elevada
sensibilidad, según el autor, puede ser atribuida a que el análisis molecular a diferencia del microscópico
identifica tanto a larvas vivas como a muertas y a la posible identificación erronea durante el conteo de
pág. 5810
larvas en el método microscópico. Se destaca la importancia del método para la identificación del nivel
de infección de hospederos intermediarios [66].
El último trabajo reportado por tecnología de PCR – tiempo real para identificación de este parásito fue
el realizado por Fang y colaboradores (2012) quienes desarrollaron un método basado en la
identificación de un fragmento del gen ITS2. Esta técnica fue utilizada para detectar material genético
de larvas L1 de A. cantonenis en heces de hospedadores definitivos (Rattus rattus).El ensayo fue capaz
de detectar hasta una larva L1 en un grano (320 ± 125 mg) de heces frescas de ratas Sprague-Dawley
infectadas experimentalmente, identificando como positivas a muestras de heces conservadas a
temperatura ambiente por 12 meses. A pesar de alcanzar un límite de detección mejor que el permitido
por microscopía, se estableció que la secuencia elegida guarda similitud con otros parásitos dentro del
género Angiostrongylus lo cual sugiere la presencia de falsos positivos [62].
LAMP – Amplificación isotérmica mediada por lazo
Chen y colaboradores en el 2011 desarrollaron un protocolo basado en tecnología LAMP para la
detección de A. cantonensis mediante la detección de un fragmento del gen 18s rRNA. Esta técnica
demostró una alta sensibilidad al lograr detectar la presencia de material genético de A. cantonensis en
las muestras de hasta 0.01fg de ADN del parásito, contrastando al límite de detección que obtuvo tras
la aplicación de PCR convencional 0.1ng, valor que también fue reportado por Qvarnstrom y
colaboradores en el año 2010. Este análisis no presentó reacciones cruzadas con otras parasitosis
gastrointestinales, demostrando ser una técnica sensible y específica para la detección de A. cantonensis
en hospederos intermediarios [67].
Inmuno-PCR
La detección de infecciones causadas por A. cantonensis en humanos ha sido tradicionalmente realizada
usando métodos serológicos, sin embargo, las reacciones cruzadas con otros parásitos y la baja
sensibilidad de estos métodos han promovido el desarrollo de técnicas más sensibles como la inmuno-
PCR. Aprovechando la especificidad del ELISA sándwich ideado por Chye y colaboradores (1997) se
desarrolló un método que detecta la reacción antígeno-anticuerpo para larvas de A. cantonensis (L3)
usando como marcador una secuencia de ADN que es amplificada mediante tecnología de PCR
convencional cuando existe la infección.
larvas en el método microscópico. Se destaca la importancia del método para la identificación del nivel
de infección de hospederos intermediarios [66].
El último trabajo reportado por tecnología de PCR – tiempo real para identificación de este parásito fue
el realizado por Fang y colaboradores (2012) quienes desarrollaron un método basado en la
identificación de un fragmento del gen ITS2. Esta técnica fue utilizada para detectar material genético
de larvas L1 de A. cantonenis en heces de hospedadores definitivos (Rattus rattus).El ensayo fue capaz
de detectar hasta una larva L1 en un grano (320 ± 125 mg) de heces frescas de ratas Sprague-Dawley
infectadas experimentalmente, identificando como positivas a muestras de heces conservadas a
temperatura ambiente por 12 meses. A pesar de alcanzar un límite de detección mejor que el permitido
por microscopía, se estableció que la secuencia elegida guarda similitud con otros parásitos dentro del
género Angiostrongylus lo cual sugiere la presencia de falsos positivos [62].
LAMP – Amplificación isotérmica mediada por lazo
Chen y colaboradores en el 2011 desarrollaron un protocolo basado en tecnología LAMP para la
detección de A. cantonensis mediante la detección de un fragmento del gen 18s rRNA. Esta técnica
demostró una alta sensibilidad al lograr detectar la presencia de material genético de A. cantonensis en
las muestras de hasta 0.01fg de ADN del parásito, contrastando al límite de detección que obtuvo tras
la aplicación de PCR convencional 0.1ng, valor que también fue reportado por Qvarnstrom y
colaboradores en el año 2010. Este análisis no presentó reacciones cruzadas con otras parasitosis
gastrointestinales, demostrando ser una técnica sensible y específica para la detección de A. cantonensis
en hospederos intermediarios [67].
Inmuno-PCR
La detección de infecciones causadas por A. cantonensis en humanos ha sido tradicionalmente realizada
usando métodos serológicos, sin embargo, las reacciones cruzadas con otros parásitos y la baja
sensibilidad de estos métodos han promovido el desarrollo de técnicas más sensibles como la inmuno-
PCR. Aprovechando la especificidad del ELISA sándwich ideado por Chye y colaboradores (1997) se
desarrolló un método que detecta la reacción antígeno-anticuerpo para larvas de A. cantonensis (L3)
usando como marcador una secuencia de ADN que es amplificada mediante tecnología de PCR
convencional cuando existe la infección.
pág. 5811
El límite de detección de esta metodología fue de 0.1 ng/L de antígeno en suero, en contraste con el
análisis de ELISA cuyo límite de detección fue de 10ng/L. De esta forma se confirmaron 59 de 60
muestras de pacientes que habían sido previamente diagnosticadas por ELISA, incluyendo 30 pacientes
en los cuales el parásito había sido identificado en el líquido céfalo-raquídeo [58].
CONCLUSIÓN
El uso de técnicas moleculares ha permitido el desarrollo de métodos de identificación con una elevada
sensibilidad y especificidad. Por su fundamento, estos métodos no se ven limitados por factores que
afectan a los métodos tradicionales, como son la cantidad de muestra disponible, la carga parasitaria y
la experticia del observador, mismas que condicionan el análisis de estas parasitosis en muestras
biológicas.
Dentro de este compendio bibliográfico, los genes ITS1, ITS2 y 18 S RNA han sido los más reportados
en la identificación de urcinarias, Ascaris lumbricoides, Stongyloides stercoralis y Angiostrongylus
cantonensis, siendo la técnica de PCR en tiempo real la más utilizada debido a su relativo bajo costo y
la fidelidad otorgada por sus resultados. La tabla disponible en los anexos registra los genes, las
secuencias de cebadores y las técnicas utilizadas por cada autor.
Dada la variedad de métodos moleculares encontrados en esta revisión para la identificación de
parasitosis, resultaría interesante la aplicación de una técnica establecida que permita identificar la
prevalencia dentro de una misma población, remarcando el impacto clínico que estas parasitosis poseen
sobre grupos humanos específicos.
Adicionalmente, parasitosis como la angistrongiloidiasis presentan un reto para el diagnóstico
molecular en humanos debido a la complejidad en la toma de muestras y la disponibilidad de las mismas
cuando se procura diagnóstico temprano de dichas infecciones.
REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS
[1] Gamboa MI, Kozubsky LE, Costas ME, Garranza M, Cardozo MI, Susevich ML, et al.
Asociación entre geohelmintos y condiciones socioambientales en diferentes poblaciones
humanas de Argentina Rev Panam Salud Pública. 2009;26(1):1–8.
[2] Ananthakrishnan S, Nalini P, Pani SP. Intestinal geohelminthiasis in the developing world. Natl.
Med. J. India. 1997;10(2):62-71.
El límite de detección de esta metodología fue de 0.1 ng/L de antígeno en suero, en contraste con el
análisis de ELISA cuyo límite de detección fue de 10ng/L. De esta forma se confirmaron 59 de 60
muestras de pacientes que habían sido previamente diagnosticadas por ELISA, incluyendo 30 pacientes
en los cuales el parásito había sido identificado en el líquido céfalo-raquídeo [58].
CONCLUSIÓN
El uso de técnicas moleculares ha permitido el desarrollo de métodos de identificación con una elevada
sensibilidad y especificidad. Por su fundamento, estos métodos no se ven limitados por factores que
afectan a los métodos tradicionales, como son la cantidad de muestra disponible, la carga parasitaria y
la experticia del observador, mismas que condicionan el análisis de estas parasitosis en muestras
biológicas.
Dentro de este compendio bibliográfico, los genes ITS1, ITS2 y 18 S RNA han sido los más reportados
en la identificación de urcinarias, Ascaris lumbricoides, Stongyloides stercoralis y Angiostrongylus
cantonensis, siendo la técnica de PCR en tiempo real la más utilizada debido a su relativo bajo costo y
la fidelidad otorgada por sus resultados. La tabla disponible en los anexos registra los genes, las
secuencias de cebadores y las técnicas utilizadas por cada autor.
Dada la variedad de métodos moleculares encontrados en esta revisión para la identificación de
parasitosis, resultaría interesante la aplicación de una técnica establecida que permita identificar la
prevalencia dentro de una misma población, remarcando el impacto clínico que estas parasitosis poseen
sobre grupos humanos específicos.
Adicionalmente, parasitosis como la angistrongiloidiasis presentan un reto para el diagnóstico
molecular en humanos debido a la complejidad en la toma de muestras y la disponibilidad de las mismas
cuando se procura diagnóstico temprano de dichas infecciones.
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diagnosis of key parasitic helminth infections of humans. Mol. Cell. Probes. 2011;25(4):143–
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amplification and sequences from eggs collected in coprolites. Int J Parasitol. 2001;31(10):1101-
6
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700S; discussion 700S-701S.
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152.
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pág. 5820
Nombre del
parásito|
Ensayo de PCR Gen blanco Producto
de
amplificaci
ón (pb)
Primers Secuencia (5´ - 3´)
Ancylostoma
duodenale
PCR convencional
CO I
585 pb COF14
COR722
GGT CAA CAA ATC ATA AAG ATA TTG
TAA ACT TCA GGG TGA CCA AAA AAY
500 pb AdF
AdR
TTC G TT TGG AGT TGG CA
TGG CAC CAG CCA ATA CA
28S rRNA
ITS 1
870 pb
366 pb
NC5
NC2
NC1R
GTA GGT GAA CCT GCG GAA GGA TC
TT
TTA GTT TCT TTT CCT CCG CT (reverse)
AAC AAC CCT GAA CCA GAC GT (revers
Nested PCR
(Anidada)
ITS2 (rADN)
130 pb NC1
NC2
AD1
ACG TCT GGT TCA GGG TTG TT
TTAG TTT CTT TTC CTC CGCT
CGAC TTT AGA ACG TTT CGG C (forwar
Análisis de Alta
Resolución de
Denaturación
ITS2 180-200 pb UMF
UMR
CAC TGT TTG TCG AAC GGY AC
AGT CSV KRR RCG ATT MAR CAG
Multiplex tiempo
real MGB-Taqman
ITS2 71 bp Ad125F
Ad195R
Ad155MGB
GAA TGA CAG CAA ACT CGT TGT TG
ATA CTA GCC ACTG CCG AAA CGT
NED-5_-ATC GTT TAC CGA CTT TAG-3
nonfluorescent quencher
Luminex
ITS2 71 pb Ad125F
Ad195R
Ad155P
GAA TGA CAG CAA ACT CGT TGT TG
ATA CTA GCC ACT GCC GAA ACG T
ATC GTT TAC CGA CTT TAG
Necator
americanus
PCR convencional
CO I 585 pb COF14
COR722
GGT CAA CAA ATC ATA AAG ATA TTG
TAA ACT TCA GGG TGA CCA AAA AAY
500 pb NaF
NaR
TTC GTT TGG AGT TGG CT
TAG CTC CAG CCA AAA CT
28S rRNA
ITS 1
1100 pb
526 pb
NC5
NC2
NC1R
GTA GGT GAA CCT GCG GAA GGA TC
TT
TTA GTT TCT TTT CCT CCG CT (reverse)
AAC AAC CCT GAA CCA GAC GT (revers
Nested PCR
(Anidada) ITS2 (rADN)
250 pb NC1
NC2
AD1
ACG TCT GGT TCA GGG TTG TT
TTAG TTT CTT TTC CTC CGCT
CGAC TTT AGA ACG TTT CGG C (forwar
Análisis de Alta
Resolución de
Denaturación
ITS2 180-200 pb UMF
UMR
CAC TGT TTG TCG AAC GGY AC
AGT CSV KRR RCG ATT MAR CAG
Multiplex tiempo
real MGB-Taqman
ITS2 101 bp Na 58F
NA158R
Na81MGB
CTG TTT GTC GAA CGG TAC TTG C
ATA ACA GCG TGC ACA TGT TGC
FAM-5_-CTG TAC TAC GCA TTG TAT AC
3_-nonfluorescent quencher
Luminex ITS2 101 pb Na58F *
Na158R
Na81P
CTG TTT GTC GAA CGG TAC TTG C
ATA ACA GCG TGC ACA TGT TGC
CTG TAC TAC GCA TTG TAT AC
Ascaris
lumbricoides
PCR convencional ITS1
rDNA
504 pb AsITS1F
ASITS1R
CTT GAA CCG GGT AAA AGT CG
ATG TGC TGC AAT TCG CAC T
cytochrome b
mtDNA
142 pb AsC1F
AsC2R
GTT AGG TTA CCG TCT AGT AAG G
CAC TCA AAA AGG CCA AAG CAC C
Citochrome
oxidase I
(cox I)
mtDNA
400 pb As-Co1F
As-Co1r
TTT TTT GGT CAT CCT GAG GTT TAT
ACA TAA TGA AAA TGA CTA ACA AC
PCR-RFLP IT 370 pb 370 pb TTG AAC CGG GTA AAA GTC GT
TTA GTT TCT TTT CCT CCG CT
610 pb NC5
NC2
GTA GGT GAA CCT GCG GAA GGA TCA
TTA GTT TCT TCC TCC GCT
Nombre del
parásito|
Ensayo de PCR Gen blanco Producto
de
amplificaci
ón (pb)
Primers Secuencia (5´ - 3´)
Ancylostoma
duodenale
PCR convencional
CO I
585 pb COF14
COR722
GGT CAA CAA ATC ATA AAG ATA TTG
TAA ACT TCA GGG TGA CCA AAA AAY
500 pb AdF
AdR
TTC G TT TGG AGT TGG CA
TGG CAC CAG CCA ATA CA
28S rRNA
ITS 1
870 pb
366 pb
NC5
NC2
NC1R
GTA GGT GAA CCT GCG GAA GGA TC
TT
TTA GTT TCT TTT CCT CCG CT (reverse)
AAC AAC CCT GAA CCA GAC GT (revers
Nested PCR
(Anidada)
ITS2 (rADN)
130 pb NC1
NC2
AD1
ACG TCT GGT TCA GGG TTG TT
TTAG TTT CTT TTC CTC CGCT
CGAC TTT AGA ACG TTT CGG C (forwar
Análisis de Alta
Resolución de
Denaturación
ITS2 180-200 pb UMF
UMR
CAC TGT TTG TCG AAC GGY AC
AGT CSV KRR RCG ATT MAR CAG
Multiplex tiempo
real MGB-Taqman
ITS2 71 bp Ad125F
Ad195R
Ad155MGB
GAA TGA CAG CAA ACT CGT TGT TG
ATA CTA GCC ACTG CCG AAA CGT
NED-5_-ATC GTT TAC CGA CTT TAG-3
nonfluorescent quencher
Luminex
ITS2 71 pb Ad125F
Ad195R
Ad155P
GAA TGA CAG CAA ACT CGT TGT TG
ATA CTA GCC ACT GCC GAA ACG T
ATC GTT TAC CGA CTT TAG
Necator
americanus
PCR convencional
CO I 585 pb COF14
COR722
GGT CAA CAA ATC ATA AAG ATA TTG
TAA ACT TCA GGG TGA CCA AAA AAY
500 pb NaF
NaR
TTC GTT TGG AGT TGG CT
TAG CTC CAG CCA AAA CT
28S rRNA
ITS 1
1100 pb
526 pb
NC5
NC2
NC1R
GTA GGT GAA CCT GCG GAA GGA TC
TT
TTA GTT TCT TTT CCT CCG CT (reverse)
AAC AAC CCT GAA CCA GAC GT (revers
Nested PCR
(Anidada) ITS2 (rADN)
250 pb NC1
NC2
AD1
ACG TCT GGT TCA GGG TTG TT
TTAG TTT CTT TTC CTC CGCT
CGAC TTT AGA ACG TTT CGG C (forwar
Análisis de Alta
Resolución de
Denaturación
ITS2 180-200 pb UMF
UMR
CAC TGT TTG TCG AAC GGY AC
AGT CSV KRR RCG ATT MAR CAG
Multiplex tiempo
real MGB-Taqman
ITS2 101 bp Na 58F
NA158R
Na81MGB
CTG TTT GTC GAA CGG TAC TTG C
ATA ACA GCG TGC ACA TGT TGC
FAM-5_-CTG TAC TAC GCA TTG TAT AC
3_-nonfluorescent quencher
Luminex ITS2 101 pb Na58F *
Na158R
Na81P
CTG TTT GTC GAA CGG TAC TTG C
ATA ACA GCG TGC ACA TGT TGC
CTG TAC TAC GCA TTG TAT AC
Ascaris
lumbricoides
PCR convencional ITS1
rDNA
504 pb AsITS1F
ASITS1R
CTT GAA CCG GGT AAA AGT CG
ATG TGC TGC AAT TCG CAC T
cytochrome b
mtDNA
142 pb AsC1F
AsC2R
GTT AGG TTA CCG TCT AGT AAG G
CAC TCA AAA AGG CCA AAG CAC C
Citochrome
oxidase I
(cox I)
mtDNA
400 pb As-Co1F
As-Co1r
TTT TTT GGT CAT CCT GAG GTT TAT
ACA TAA TGA AAA TGA CTA ACA AC
PCR-RFLP IT 370 pb 370 pb TTG AAC CGG GTA AAA GTC GT
TTA GTT TCT TTT CCT CCG CT
610 pb NC5
NC2
GTA GGT GAA CCT GCG GAA GGA TCA
TTA GTT TCT TCC TCC GCT
pág. 5821
PCR- tiempo real ITS1 ALITS F (32-
57)
ALITS R
(113-97)
ALITS P (62-
78)
TGC ACA TAA GTA CTA TTT GCG CGT A
CCG CCG ACT GCT ATT ACA TCA
GAG CCA CAT AGT AAA TT
89 pb Alum96F
Alum183R
Alum124T
GTA ATA GCA GTC GGC GGT TTC TT
GCC CAA CAT GCC ACC TAT TC
ROX-5′-TTG GCG GAC AAT TGC ATG CG
T-3′ -black hole
quencher 2
Luminex ITS1 480 pb Alum F* (96)
Alum R
(183)
Alum P (124)
GTA ATA GCA GTC GGC GGT TTC TT
GCC CAA CAT GCC ACC TAT TC
TTG GCG GAC AAT TGC ATG CGA T
Strongyloides
stercolaris PCR convencional
rRNA gen 114 pb SSF
SSR
ATC GTG TCG GTG GAT CAT TC
CTA TTA GCG CCA TTT GCA TTC
18S RNA
gen
101 pb Forward
Reverse
GAA TTC CAA GTA AAC GTA AGT CA
TAG C
TGC CTC TGG ATA TTG CTC AGT TC
149 pb Forward
Reverse
GAA GGC AGC AGG CGC GAA AA
GCT GGC ACC AGA CTT GCC CTT T
Nested PCR
(Anidada)
ITS-1, 5.8 S e
ITS-2
750 pb SSFO
SSRO
ATC CTT CCA ATC GCT GTT GT
TTT CGT GAT GGG CTA ATT CC
680 pb SSF1
SSR1
GTA ACA AGG TTT TCG TAG GTG AA
ATT TAG TTT CTT TTC CTC CGC TT
ITS-1 750 pb SS-FO
SS-RO
ATC CTT CCA ATC GCT GTT GT
TTT CGT GAT GGG CTA ATT CC
680 pb SS-F1
SS-R1
GTA ACA AGG TTT TCG TAG GTG A
ATT TAG TTT CTT TTC CTC CGC TT
PCR- tiempo real
Citocromo C
oxidasa
subunidad I
121pb StroCyt360F
StroCyt480R
StroCyt399-
MGB
CAT CCT GGT TCT AGT GTT GAT TTG G
GAG AAA CAG AAC TAG AAC GCA AA
TT
CAT CTT TCT GGT ATT AGT TCT AT
Secuencia
repetitiva
96pb Stro F
Stro R
Strongy
TCC AGA AAA GTC TTC ACT CTC CAG
TGC GTT AGA ATT TAG ATA TTA TT
TTG CT
TCA GCT CCA GTT GAA CAA CAG CC
CCA A
18S rRNA 101pb Stro18S-
1530F
Stro18S-
1630R
Stro18S-
1586T
GAA TTC CAA GTA AAC GTA AGT CA
TAG C
TGC CTC TGG ATA TTG CTC AGT TC
ACA CAC CGG CCG TCG CTG C
Luminex 18S RNA
gen
101pb Stro 18SF
Stro18SR
Stro18SP
GAA TTC CAA GTA AAC GTA AGT CA
TAG C
TGC CTC TGG ATA TTG CTC AGT TC
ACA CAC CGG CCG TCG CTG C
Angiostrongylus
cantonensis
PCR Convencional 18s rRNA 1134pb
AngioF1
AngioR1
ATC ATA AAC CTT TTT TCG AGT AT
CAG
TCT CGA GAC AGC TCA GTC CCG G
PCR- tiempo real ITS1 ALITS F (32-
57)
ALITS R
(113-97)
ALITS P (62-
78)
TGC ACA TAA GTA CTA TTT GCG CGT A
CCG CCG ACT GCT ATT ACA TCA
GAG CCA CAT AGT AAA TT
89 pb Alum96F
Alum183R
Alum124T
GTA ATA GCA GTC GGC GGT TTC TT
GCC CAA CAT GCC ACC TAT TC
ROX-5′-TTG GCG GAC AAT TGC ATG CG
T-3′ -black hole
quencher 2
Luminex ITS1 480 pb Alum F* (96)
Alum R
(183)
Alum P (124)
GTA ATA GCA GTC GGC GGT TTC TT
GCC CAA CAT GCC ACC TAT TC
TTG GCG GAC AAT TGC ATG CGA T
Strongyloides
stercolaris PCR convencional
rRNA gen 114 pb SSF
SSR
ATC GTG TCG GTG GAT CAT TC
CTA TTA GCG CCA TTT GCA TTC
18S RNA
gen
101 pb Forward
Reverse
GAA TTC CAA GTA AAC GTA AGT CA
TAG C
TGC CTC TGG ATA TTG CTC AGT TC
149 pb Forward
Reverse
GAA GGC AGC AGG CGC GAA AA
GCT GGC ACC AGA CTT GCC CTT T
Nested PCR
(Anidada)
ITS-1, 5.8 S e
ITS-2
750 pb SSFO
SSRO
ATC CTT CCA ATC GCT GTT GT
TTT CGT GAT GGG CTA ATT CC
680 pb SSF1
SSR1
GTA ACA AGG TTT TCG TAG GTG AA
ATT TAG TTT CTT TTC CTC CGC TT
ITS-1 750 pb SS-FO
SS-RO
ATC CTT CCA ATC GCT GTT GT
TTT CGT GAT GGG CTA ATT CC
680 pb SS-F1
SS-R1
GTA ACA AGG TTT TCG TAG GTG A
ATT TAG TTT CTT TTC CTC CGC TT
PCR- tiempo real
Citocromo C
oxidasa
subunidad I
121pb StroCyt360F
StroCyt480R
StroCyt399-
MGB
CAT CCT GGT TCT AGT GTT GAT TTG G
GAG AAA CAG AAC TAG AAC GCA AA
TT
CAT CTT TCT GGT ATT AGT TCT AT
Secuencia
repetitiva
96pb Stro F
Stro R
Strongy
TCC AGA AAA GTC TTC ACT CTC CAG
TGC GTT AGA ATT TAG ATA TTA TT
TTG CT
TCA GCT CCA GTT GAA CAA CAG CC
CCA A
18S rRNA 101pb Stro18S-
1530F
Stro18S-
1630R
Stro18S-
1586T
GAA TTC CAA GTA AAC GTA AGT CA
TAG C
TGC CTC TGG ATA TTG CTC AGT TC
ACA CAC CGG CCG TCG CTG C
Luminex 18S RNA
gen
101pb Stro 18SF
Stro18SR
Stro18SP
GAA TTC CAA GTA AAC GTA AGT CA
TAG C
TGC CTC TGG ATA TTG CTC AGT TC
ACA CAC CGG CCG TCG CTG C
Angiostrongylus
cantonensis
PCR Convencional 18s rRNA 1134pb
AngioF1
AngioR1
ATC ATA AAC CTT TTT TCG AGT AT
CAG
TCT CGA GAC AGC TCA GTC CCG G
pág. 5822
Proteína
nativa 66
kDa
280pb
AC1
AC2
CTC GGC TTA ATC TTT GCG AC
AAC GAG CGG CAG TAG AAA AA
COI 700 pb LCO
HCO
GGT CAA CAA ATC ATA AAG ATA TTG
TAA ACT TCA GGG TGA CCA AAA AA
CA
PC-RRFLP ITS2 650 pb NC1
NC2
ACG TCT GGT TCA GGG TTG TT
TTA GTT TCT TTT CCT CCG CT
PCR- tiempo real ITS1 AngioF1674
58SR4
GTC GTA ACA AGG TAT CTG TAG GTG
TAG CTG CGT TTT TCA TCG ATA
ITS1 AcanITS1F1
AcanITS1R1
TTC ATG GAT GGC GAA CTG ATA G
GCG CCC ATT GAA ACA TTA TAC TT
LAMP ITS2
F3
B3
FIP (F1C-F2)
BIP (B1c-
B2)
TTG TCG AGG AGC TTC CCG
CAC CAA CTA AGA ACG GCC AT
CCT GGT GGT GCC ATT CCG TCT CT
TCG GTT CCT GGG GTA G
GCC CGG ACA CCG TAA GGA TTG CA
CAC CAA CCA CCA AAT
Inmuno-PCR Antígeno
( AcL5 204
kDa)
Gen (pUC19)
150 pb
Forward
Reverse
GTT TTC CCA GTC ACG AC
AGC GGA TAA CAA TTT CAC ACA GGA
Proteína
nativa 66
kDa
280pb
AC1
AC2
CTC GGC TTA ATC TTT GCG AC
AAC GAG CGG CAG TAG AAA AA
COI 700 pb LCO
HCO
GGT CAA CAA ATC ATA AAG ATA TTG
TAA ACT TCA GGG TGA CCA AAA AA
CA
PC-RRFLP ITS2 650 pb NC1
NC2
ACG TCT GGT TCA GGG TTG TT
TTA GTT TCT TTT CCT CCG CT
PCR- tiempo real ITS1 AngioF1674
58SR4
GTC GTA ACA AGG TAT CTG TAG GTG
TAG CTG CGT TTT TCA TCG ATA
ITS1 AcanITS1F1
AcanITS1R1
TTC ATG GAT GGC GAA CTG ATA G
GCG CCC ATT GAA ACA TTA TAC TT
LAMP ITS2
F3
B3
FIP (F1C-F2)
BIP (B1c-
B2)
TTG TCG AGG AGC TTC CCG
CAC CAA CTA AGA ACG GCC AT
CCT GGT GGT GCC ATT CCG TCT CT
TCG GTT CCT GGG GTA G
GCC CGG ACA CCG TAA GGA TTG CA
CAC CAA CCA CCA AAT
Inmuno-PCR Antígeno
( AcL5 204
kDa)
Gen (pUC19)
150 pb
Forward
Reverse
GTT TTC CCA GTC ACG AC
AGC GGA TAA CAA TTT CAC ACA GGA